Dziękujemy za odwiedzenie Nature.com. Wersja przeglądarki, której używasz, ma ograniczoną obsługę CSS. Aby uzyskać najlepsze wrażenia, zalecamy korzystanie ze zaktualizowanej przeglądarki (lub wyłączenie trybu zgodności w programie Internet Explorer). W międzyczasie, aby zapewnić ciągłą obsługę, będziemy renderować witrynę bez stylów i JavaScript.
Większość badań metabolicznych na myszach przeprowadza się w temperaturze pokojowej, chociaż w tych warunkach, w przeciwieństwie do ludzi, myszy zużywają dużo energii na utrzymanie temperatury wewnętrznej. W tym artykule opisujemy prawidłową masę ciała i otyłość wywołaną dietą (DIO) u myszy C57BL/6J karmionych odpowiednio karmą chow chow lub dietą wysokotłuszczową o zawartości 45%. Myszy umieszczono na 33 dni w temperaturze 22, 25, 27,5 i 30° C. w układzie kalorymetrii pośredniej. Wykazaliśmy, że wydatek energetyczny wzrasta liniowo od 30°C do 22°C i jest o około 30% wyższy w temperaturze 22°C w obu modelach myszy. U myszy o prawidłowej masie ciała spożycie pokarmu przeciwdziałało EE. Z drugiej strony, myszy DIO nie zmniejszały spożycia pokarmu, gdy EE spadało. Tak więc pod koniec badania myszy w temperaturze 30°C miały wyższą masę ciała, masę tłuszczu oraz stężenie glicerolu i trójglicerydów w osoczu niż myszy w temperaturze 22°C. Brak równowagi u myszy DIO może wynikać ze zwiększonego stosowania diet nastawionych na przyjemność.
Mysz jest najczęściej używanym zwierzęcym modelem do badania fizjologii i patofizjologii człowieka, a często jest domyślnym zwierzęciem używanym na wczesnych etapach odkrywania i rozwoju leków. Jednak myszy różnią się od ludzi pod kilkoma ważnymi fizjologicznymi względami i podczas gdy skalowanie allometryczne można w pewnym stopniu wykorzystać do przełożenia na ludzi, ogromne różnice między myszami a ludźmi leżą w termoregulacji i homeostazie energetycznej. To pokazuje fundamentalną niespójność. Średnia masa ciała dorosłych myszy jest co najmniej tysiąc razy mniejsza niż dorosłych (50 g w porównaniu do 50 kg), a stosunek powierzchni do masy różni się około 400 razy z powodu nieliniowej transformacji geometrycznej opisanej przez Mee. Równanie 2. W rezultacie myszy tracą znacznie więcej ciepła w stosunku do swojej objętości, więc są bardziej wrażliwe na temperaturę, bardziej podatne na hipotermię i mają średnią podstawową przemianę materii dziesięć razy wyższą niż ludzie. W standardowej temperaturze pokojowej (~22°C) myszy muszą zwiększyć całkowity wydatek energetyczny (EE) o około 30%, aby utrzymać temperaturę rdzenia ciała. W niższych temperaturach EE wzrasta jeszcze bardziej o około 50% i 100% przy 15 i 7°C w porównaniu do EE przy 22°C. Tak więc standardowe warunki mieszkaniowe wywołują reakcję na stres związany z zimnem, co może zagrozić przenoszeniu wyników uzyskanych z myszy na ludzi, ponieważ ludzie żyjący we współczesnych społeczeństwach spędzają większość czasu w warunkach termoneutralnych (ponieważ nasz niższy stosunek powierzchni do objętości sprawia, że jesteśmy mniej wrażliwi na temperaturę, ponieważ tworzymy wokół siebie strefę termoneutralną (TNZ). EE powyżej podstawowej przemiany materii) obejmuje zakres od ~19 do 30°C6, podczas gdy myszy mają wyższy i węższy pas obejmujący tylko 2–4°C7,8 W rzeczywistości ten ważny aspekt przyciągnął znaczną uwagę w ostatnich latach4, 7,8,9,10,11,12 i zasugerowano, że niektóre „różnice gatunkowe” można złagodzić poprzez zwiększenie temperatury skorupy9. Nie ma jednak konsensusu co do zakresu temperatur, który stanowi termoneutralność u myszy. Tak więc, czy niższa temperatura krytyczna w zakresie termoneutralnym u myszy z jednym kolanem jest bliższa 25°C czy bliższa 30°C4, 7, 8, 10, 12 pozostaje kontrowersyjne. EE i inne parametry metaboliczne zostały ograniczone do godzin lub dni, więc nie jest jasne, w jakim stopniu przedłużona ekspozycja na różne temperatury może wpływać na parametry metaboliczne, takie jak masa ciała. spożycie, wykorzystanie substratu, tolerancja glukozy oraz stężenia lipidów i glukozy w osoczu oraz hormony regulujące apetyt. Ponadto konieczne są dalsze badania, aby ustalić, w jakim stopniu dieta może wpływać na te parametry (myszy DIO na diecie wysokotłuszczowej mogą być bardziej zorientowane na dietę opartą na przyjemności (hedonistyczną)). Aby uzyskać więcej informacji na ten temat, zbadaliśmy wpływ temperatury hodowli na wyżej wymienione parametry metaboliczne u dorosłych myszy płci męskiej o prawidłowej masie ciała i myszy płci męskiej z otyłością wywołaną dietą (DIO) na diecie wysokotłuszczowej w 45%. Myszy trzymano w temperaturze 22, 25, 27,5 lub 30°C przez co najmniej trzy tygodnie. Temperatury poniżej 22°C nie były badane, ponieważ standardowe pomieszczenia dla zwierząt rzadko są niższe od temperatury pokojowej. Stwierdziliśmy, że myszy DIO o prawidłowej masie ciała i myszy DIO z pojedynczym kręgiem reagowały podobnie na zmiany temperatury w pomieszczeniu pod względem EE i niezależnie od warunków w pomieszczeniu (z materiałem schronienia/gniazdowym lub bez niego). Jednak podczas gdy myszy o prawidłowej masie ciała dostosowywały spożycie pokarmu zgodnie z EE, spożycie pokarmu u myszy DIO było w dużej mierze niezależne od EE, co skutkowało większym przyrostem masy ciała u myszy. Zgodnie z danymi dotyczącymi masy ciała, stężenia lipidów i ciał ketonowych w osoczu wykazały, że myszy DIO w temperaturze 30°C miały bardziej dodatni bilans energetyczny niż myszy w temperaturze 22°C. Podstawowe przyczyny różnic w bilansie spożycia energii i EE między myszami o prawidłowej masie ciała a myszami DIO wymagają dalszych badań, ale mogą być związane ze zmianami patofizjologicznymi u myszy DIO i wpływem diety opartej na przyjemności w wyniku diety otyłej.
EE wzrastało liniowo od 30 do 22°C i było o około 30% wyższe w 22°C w porównaniu do 30°C (rys. 1a, b). Współczynnik wymiany oddechowej (RER) był niezależny od temperatury (rys. 1c, d). Spożycie pokarmu było zgodne z dynamiką EE i wzrastało wraz ze spadkiem temperatury (również o ~30% wyższe w 22°C w porównaniu do 30°C (rys. 1e, f). Spożycie wody. Objętość i poziom aktywności nie zależały od temperatury (rys. 1g ). -to).
Samce myszy (C57BL/6J, 20 tygodni, indywidualne trzymanie, n=7) umieszczono w klatkach metabolicznych w temperaturze 22°C przez tydzień przed rozpoczęciem badania. Dwa dni po zebraniu danych tła temperaturę podwyższano o 2°C o godzinie 06:00 na dobę (początek fazy jasnej). Dane przedstawiono jako średnią ± błąd standardowy średniej, a faza ciemna (18:00–06:00 h) jest przedstawiona jako szare pole. a Wydatek energetyczny (kcal/h), b Całkowity wydatek energetyczny w różnych temperaturach (kcal/24 h), c Szybkość wymiany oddechowej (VCO2/VO2: 0,7–1,0), d Średni RER w fazie jasnej i ciemnej (VCO2/VO2) (wartość zerowa jest zdefiniowana jako 0,7). e skumulowane spożycie pokarmu (g), f 24h całkowite spożycie pokarmu, g 24h całkowite spożycie wody (ml), h 24h całkowite spożycie wody, i skumulowany poziom aktywności (m) i j całkowity poziom aktywności (m/24h). Myszy trzymano w podanej temperaturze przez 48 godzin. Dane pokazane dla 24, 26, 28 i 30°C odnoszą się do ostatnich 24 godzin każdego cyklu. Myszy były karmione przez cały okres badania. Istotność statystyczną sprawdzono za pomocą powtarzanych pomiarów jednokierunkowej analizy wariancji, a następnie testu wielokrotnych porównań Tukeya. Gwiazdki oznaczają istotność dla początkowej wartości 22°C, zacienienie oznacza istotność między innymi grupami, jak wskazano. *P < 0,05, **P < 0,01, **P < 0,001, ****P < 0,0001. *P < 0,05, **P < 0,01, **P < 0,001, ****P < 0,0001. *P <0,05, **P <0,01, **P <0,001, ****P <0,0001. *P<0,05, **P<0,01, **P<0,001, ****P<0,0001. *P < 0,05, **P < 0,01, **P < 0,001, ****P < 0,0001. *P < 0,05, **P < 0,01, **P < 0,001, ****P < 0,0001. *P <0,05, **P <0,01, **P <0,001, ****P <0,0001. *P<0,05, **P<0,01, **P<0,001, ****P<0,0001.Wartości średnie obliczono dla całego okresu trwania eksperymentu (0-192 godz.). n = 7.
Podobnie jak w przypadku myszy o normalnej wadze, EE wzrastało liniowo wraz ze spadkiem temperatury, a w tym przypadku EE było również o około 30% wyższe w temperaturze 22°C w porównaniu do 30°C (rys. 2a, b). RER nie zmieniał się w różnych temperaturach (rys. 2c, d). W przeciwieństwie do myszy o normalnej wadze, spożycie pokarmu nie było zgodne z EE jako funkcją temperatury pokojowej. Spożycie pokarmu, spożycie wody i poziom aktywności były niezależne od temperatury (rys. 2e–j).
Samce myszy DIO (C57BL/6J, 20 tygodni) były trzymane osobno w klatkach metabolicznych w temperaturze 22° C. przez tydzień przed rozpoczęciem badania. Myszy mogą stosować 45% HFD ad libitum. Po aklimatyzacji przez dwa dni zebrano dane wyjściowe. Następnie temperaturę podwyższano o 2°C co drugi dzień o godzinie 06:00 (początek fazy jasnej). Dane przedstawiono jako średnią ± błąd standardowy średniej, a faza ciemna (18:00–06:00 h) jest reprezentowana przez szare pole. a Wydatek energetyczny (kcal/h), b Całkowity wydatek energetyczny w różnych temperaturach (kcal/24 h), c Szybkość wymiany oddechowej (VCO2/VO2: 0,7–1,0), d Średni RER w fazie jasnej i ciemnej (VCO2/VO2) (wartość zerowa jest zdefiniowana jako 0,7). e skumulowane spożycie pokarmu (g), f 24h całkowite spożycie pokarmu, g 24h całkowite spożycie wody (ml), h 24h całkowite spożycie wody, i skumulowany poziom aktywności (m) i j całkowity poziom aktywności (m/24h). Myszy trzymano w podanej temperaturze przez 48 godzin. Dane pokazane dla 24, 26, 28 i 30°C odnoszą się do ostatnich 24 godzin każdego cyklu. Myszy trzymano w 45% HFD do końca badania. Istotność statystyczną sprawdzono za pomocą powtarzanych pomiarów jednokierunkowej analizy wariancji, a następnie testu wielokrotnych porównań Tukeya. Gwiazdki oznaczają istotność dla początkowej wartości 22°C, zacienienie oznacza istotność między innymi grupami, jak wskazano. *P < 0,05, ***P < 0,001, ****P < 0,0001. *P < 0,05, ***P < 0,001, ****P < 0,0001. *Р<0,05, ***Р<0,001, ****Р<0,0001. *P<0,05, ***P<0,001, ****P<0,0001. *P < 0,05, ***P < 0,001, ****P < 0,0001. *P < 0,05, ***P < 0,001, ****P < 0,0001. *Р<0,05, ***Р<0,001, ****Р<0,0001. *P<0,05, ***P<0,001, ****P<0,0001.Wartości średnie obliczono dla całego okresu trwania eksperymentu (0-192 godz.). n = 7.
W innej serii eksperymentów badaliśmy wpływ temperatury otoczenia na te same parametry, ale tym razem między grupami myszy, które były stale utrzymywane w określonej temperaturze. Myszy podzielono na cztery grupy, aby zminimalizować zmiany statystyczne średniej i odchylenia standardowego masy ciała, tłuszczu i prawidłowej masy ciała (rys. 3a–c). Po 7 dniach aklimatyzacji odnotowano 4,5 dnia EE. EE jest znacząco zależne od temperatury otoczenia zarówno w ciągu dnia, jak i w nocy (rys. 3d) i wzrasta liniowo wraz ze spadkiem temperatury z 27,5°C do 22°C (rys. 3e). W porównaniu z innymi grupami, RER grupy 25°C był nieco zmniejszony, a między pozostałymi grupami nie było różnic (rys. 3f,g). Spożycie pokarmu równolegle do wzorca EE a wzrosło o około 30% w temperaturze 22°C w porównaniu do 30°C (rys. 3h,i). Spożycie wody i poziom aktywności nie różniły się znacząco między grupami (rys. 3j,k). Narażenie na różne temperatury przez okres do 33 dni nie spowodowało różnic w masie ciała, masie beztłuszczowej i masie tłuszczu między grupami (rys. 3n-s), ale spowodowało spadek masy beztłuszczowej o około 15% w porównaniu z wynikami zgłaszanymi przez samych pacjentów (rys. 3n-s). 3b, r, c)), a masa tłuszczu wzrosła ponad 2-krotnie (z ~1 g do 2–3 g, rys. 3c, t, c). Niestety, szafa 30°C ma błędy kalibracji i nie może dostarczyć dokładnych danych EE i RER.
- Masa ciała (a), masa beztłuszczowa (b) i masa tłuszczu (c) po 8 dniach (jeden dzień przed przeniesieniem do systemu SABLE). d Zużycie energii (kcal/h). e Średnie zużycie energii (0–108 godzin) w różnych temperaturach (kcal/24 godziny). f Współczynnik wymiany oddechowej (RER) (VCO2/VO2). g Średni RER (VCO2/VO2). h Całkowite spożycie pokarmu (g). i Średnie spożycie pokarmu (g/24 godziny). j Całkowite spożycie wody (ml). k Średnie spożycie wody (ml/24 godziny). l Skumulowany poziom aktywności (m). m Średni poziom aktywności (m/24 godziny). n masa ciała 18. dnia, o zmiana masy ciała (od -8. do 18. dnia), p masa beztłuszczowa 18. dnia, q zmiana masy beztłuszczowej (od -8. do 18. dnia), r masa tłuszczu 18. dnia i zmiana masy tłuszczu (od -8. do 18. dnia). Istotność statystyczną powtarzanych pomiarów sprawdzono metodą jednokierunkowej analizy wariancji, a następnie testem wielokrotnych porównań Tukeya. *P < 0,05, **P < 0,01, ***P < 0,001, ****P < 0,0001. *P < 0,05, **P < 0,01, ***P < 0,001, ****P < 0,0001. *P <0,05, **P <0,01, ***P <0,001, ****P <0,0001. *P<0,05, **P<0,01, ***P<0,001, ****P<0,0001. *P < 0,05, **P < 0,01, ***P < 0,001, ****P < 0,0001. *P < 0,05, **P < 0,01, ***P < 0,001, ****P < 0,0001. *P <0,05, **P <0,01, ***P <0,001, ****P <0,0001. *P<0,05, **P<0,01, ***P<0,001, ****P<0,0001.Dane przedstawiono jako średnia + błąd standardowy średniej, faza ciemna (18:00-06:00 h) jest reprezentowana przez szare pola. Kropki na histogramach reprezentują poszczególne myszy. Wartości średnie obliczono dla całego okresu eksperymentu (0-108 godzin). n = 7.
Myszy były dopasowane pod względem masy ciała, masy beztłuszczowej i masy tłuszczu na początku badania (rys. 4a–c) i utrzymywane w temperaturze 22, 25, 27,5 i 30°C, tak jak w badaniach z myszami o prawidłowej masie ciała. Porównując grupy myszy, zależność między EE i temperaturą wykazała podobną liniową zależność z temperaturą w czasie u tych samych myszy. Tak więc myszy utrzymywane w temperaturze 22°C zużywały około 30% więcej energii niż myszy utrzymywane w temperaturze 30°C (rys. 4d, e). Podczas badania efektów u zwierząt, temperatura nie zawsze wpływała na RER (rys. 4f, g). Pobór pokarmu, pobór wody i aktywność nie były istotnie zależne od temperatury (rys. 4h–m). Po 33 dniach odchowu myszy w temperaturze 30°C miały istotnie wyższą masę ciała niż myszy w temperaturze 22°C (rys. 4n). W porównaniu do ich odpowiednich punktów wyjściowych, myszy hodowane w temperaturze 30°C miały znacznie większą masę ciała niż myszy hodowane w temperaturze 22°C (średnia ± błąd standardowy średniej: Ryc. 4o). Relatywnie większy przyrost masy ciała był spowodowany wzrostem masy tłuszczowej (Ryc. 4p, q), a nie wzrostem masy beztłuszczowej (Ryc. 4r, s). Zgodnie z niższą wartością EE w 30°C, ekspresja kilku genów BAT, które zwiększają funkcję/aktywność BAT, była zmniejszona w 30°C w porównaniu do 22°C: Adra1a, Adrb3 i Prdm16. Inne kluczowe geny, które również zwiększają funkcję/aktywność BAT, nie zostały dotknięte: Sema3a (regulacja wzrostu neurytów), Tfam (biogeneza mitochondriów), Adrb1, Adra2a, Pck1 (glukoneogeneza) i Cpt1a. Co zaskakujące, Ucp1 i Vegf-a, związane ze zwiększoną aktywnością termogeniczną, nie zmniejszyły się w grupie 30°C. W rzeczywistości poziomy Ucp1 u trzech myszy były wyższe niż w grupie 22°C, a Vegf-a i Adrb2 były znacząco podwyższone. W porównaniu z grupą 22°C, myszy utrzymywane w temperaturze 25°C i 27,5°C nie wykazały żadnych zmian (Rysunek uzupełniający 1).
- Masa ciała (a), masa beztłuszczowa (b) i masa tłuszczu (c) po 9 dniach (jeden dzień przed przeniesieniem do systemu SABLE). d Zużycie energii (EE, kcal/h). e Średnie zużycie energii (0–96 godzin) w różnych temperaturach (kcal/24 godziny). f Współczynnik wymiany oddechowej (RER, VCO2/VO2). g Średni RER (VCO2/VO2). h Całkowite spożycie pokarmu (g). i Średnie spożycie pokarmu (g/24 godziny). j Całkowite spożycie wody (ml). k Średnie spożycie wody (ml/24 h). l Skumulowany poziom aktywności (m). m Średni poziom aktywności (m/24 h). n Masa ciała w dniu 23 (g), o Zmiana masy ciała, p Masa beztłuszczowa, q Zmiana masy beztłuszczowej (g) w dniu 23 w porównaniu do dnia 9, Zmiana masy tłuszczu (g) w dniu 23 -, masa tłuszczu (g) w porównaniu do dnia 8, dzień 23 w porównaniu do dnia -8. Istotność statystyczną powtarzanych pomiarów sprawdzono metodą jednokierunkowej analizy wariancji, a następnie testem wielokrotnych porównań Tukeya. *P < 0,05, ***P < 0,001, ****P < 0,0001. *P < 0,05, ***P < 0,001, ****P < 0,0001. *Р<0,05, ***Р<0,001, ****Р<0,0001. *P<0,05, ***P<0,001, ****P<0,0001. *P < 0,05, ***P < 0,001, ****P < 0,0001. *P < 0,05, ***P < 0,001, ****P < 0,0001. *Р<0,05, ***Р<0,001, ****Р<0,0001. *P<0,05, ***P<0,001, ****P<0,0001.Dane przedstawiono jako średnia + błąd standardowy średniej, faza ciemna (18:00-06:00 h) jest reprezentowana przez szare pola. Kropki na histogramach reprezentują poszczególne myszy. Wartości średnie obliczono dla całego okresu eksperymentu (0-96 godzin). n = 7.
Podobnie jak ludzie, myszy często tworzą mikrośrodowiska, aby zmniejszyć utratę ciepła do otoczenia. Aby określić ilościowo znaczenie tego środowiska dla EE, oceniliśmy EE w temperaturach 22, 25, 27,5 i 30°C, z lub bez skórzanych osłon i materiału do gniazdowania. W temperaturze 22°C dodanie standardowych skór zmniejsza EE o około 4%. Późniejsze dodanie materiału do gniazdowania zmniejszyło EE o 3–4% (rys. 5a, b). Nie zaobserwowano żadnych istotnych zmian w RER, spożyciu pokarmu, spożyciu wody ani poziomach aktywności po dodaniu domków lub skór + ściółki (rys. 5i–p). Dodanie skóry i materiału do gniazdowania również znacząco zmniejszyło EE w temperaturach 25 i 30°C, ale reakcje były ilościowo mniejsze. W temperaturze 27,5°C nie zaobserwowano żadnej różnicy. Co godne uwagi, w tych eksperymentach EE zmniejszało się wraz ze wzrostem temperatury, w tym przypadku było o około 57% niższe niż EE w 30°C w porównaniu do 22°C (rys. 5c–h). Tę samą analizę przeprowadzono tylko dla fazy światła, gdzie EE było bliższe podstawowej przemianie materii, ponieważ w tym przypadku myszy głównie odpoczywały w skórze, co skutkowało porównywalnymi rozmiarami efektów w różnych temperaturach (rys. uzupełniający 2a–h).
Dane dla myszy z materiału schronienia i gniazda (ciemnoniebieski), domu, ale bez materiału gniazda (jasnoniebieski) oraz domu i gniazda (pomarańczowy). Zużycie energii (EE, kcal/h) dla pomieszczeń a, c, e i g w temperaturze 22, 25, 27,5 i 30 °C, b, d, f i h oznaczają EE (kcal/h). ip Dane dla myszy przetrzymywanych w temperaturze 22°C: i częstość oddechów (RER, VCO2/VO2), j średnia RER (VCO2/VO2), k skumulowane spożycie pokarmu (g), l średnie spożycie pokarmu (g/24 h), m całkowite spożycie wody (mL), n średnie AUC spożycia wody (mL/24h), o całkowita aktywność (m), p średni poziom aktywności (m/24h). Dane przedstawiono jako średnia + błąd standardowy średniej, faza ciemna (18:00-06:00 h) jest reprezentowana przez szare pola. Kropki na histogramach przedstawiają poszczególne myszy. Istotność statystyczna powtarzanych pomiarów została przetestowana za pomocą Oneway-ANOVA, a następnie testu wielokrotnych porównań Tukeya. *P < 0,05, **P < 0,01. *P < 0,05, **P < 0,01. *P<0,05, **P<0,01. *P<0,05, **P<0,01. *P < 0,05,**P < 0,01. *P < 0,05,**P < 0,01. *P<0,05, **P<0,01. *P<0,05, **P<0,01.Wartości średnie obliczono dla całego okresu trwania eksperymentu (0-72 godz.). n = 7.
U myszy o normalnej masie ciała (2-3 godziny postu), hodowla w różnych temperaturach nie powodowała istotnych różnic w stężeniach TG, 3-HB, cholesterolu, ALT i AST w osoczu, ale HDL w funkcji temperatury. Rysunek 6a-e). Stężenia leptyny, insuliny, peptydu C i glukagonu w osoczu na czczo również nie różniły się między grupami (rysunki 6g–j). W dniu testu tolerancji glukozy (po 31 dniach w różnych temperaturach) wyjściowy poziom glukozy we krwi (5-6 godzin postu) wynosił około 6,5 mM, bez różnicy między grupami. Podanie doustne glukozy spowodowało istotny wzrost stężenia glukozy we krwi we wszystkich grupach, ale zarówno szczytowe stężenie, jak i przyrostowe pole pod krzywymi (iAUC) (15–120 min) były niższe w grupie myszy przetrzymywanych w temperaturze 30 °C (poszczególne punkty czasowe: P < 0,05–P < 0,0001, ryc. 6k, l) w porównaniu do myszy przetrzymywanych w temperaturze 22, 25 i 27,5 °C (które nie różniły się między sobą). Podanie doustne glukozy znacząco zwiększyło stężenie glukozy we krwi we wszystkich grupach, ale zarówno szczytowe stężenie, jak i przyrostowe pole pod krzywymi (iAUC) (15–120 min) były niższe w grupie myszy przetrzymywanych w temperaturze 30 °C (poszczególne punkty czasowe: P < 0,05–P < 0,0001, ryc. 6k, l) w porównaniu do myszy przetrzymywanych w temperaturze 22, 25 i 27,5 °C (które nie różniły się między sobą). Пероральное введение глюкозы значительно повышало концентрацию глюкозы в крови во всех группах, но как пиковая концентрация, tak и площадь приращения под кривыми (iAUC) (15–120 min) были ниже в группе мышей, содержащихся при 30 °C (отдельные временные точки: P < 0,05–P < 0,0001, рис. 6k, l) по сравнению с мышами, содержащимися при 22, 25 i 27,5 ° C (которые не различались между собой). Doustne podanie glukozy znacząco zwiększyło stężenie glukozy we krwi we wszystkich grupach, ale zarówno szczytowe stężenie, jak i przyrostowe pole pod krzywymi (iAUC) (15–120 min) były niższe w grupie myszy trzymanych w temperaturze 30°C (osobne punkty czasowe: P < 0,05–P < 0,0001, ryc. 6k, l) w porównaniu do myszy trzymanych w temperaturze 22, 25 i 27,5°C (które nie różniły się od siebie).Temperatura maksymalna 30 °C饲养的小鼠组中,峰值浓度和曲线下增加面积(iAUC) (15-120 分钟) 均较低(各个时间点:P < 0,05–P <0,0001，图6k，l）与饲养在22、25 和27,5°C 的小鼠（彼此之间没有差异）相比。口服 葡萄糖 的 给 药 显着 了 所有组 的 血糖 浓度 但 在 在 在 30 ° C 饲养 小鼠组 中 ,浓度 和 曲线 下 增加 面积 面积 (IAUC) (15-120 分钟) 均 较 低 各 个 点 点 点 点 点: P < 0,05–P < 0,0001，6 tys. l）与饲养在22, 25°C 27,5°C 的小鼠（彼此之间没有差异）相比。Doustne podanie glukozy znacząco zwiększyło stężenie glukozy we krwi we wszystkich grupach, ale zarówno stężenie szczytowe, jak i pole pod krzywą (iAUC) (15–120 min) były niższe w grupie myszy karmionych dietą w temperaturze 30°C (wszystkie punkty czasowe).: P < 0,05–P < 0,0001, рис. : P < 0,05–P < 0,0001, rys.6l, l) w porównaniu z myszami trzymanymi w temperaturze 22, 25 i 27,5°C (bez różnic między nimi).
Stężenia TG, 3-HB, cholesterolu, HDL, ALT, AST, FFA, glicerolu, leptyny, insuliny, peptydu C i glukagonu w osoczu przedstawiono u dorosłych samców myszy DIO(al) po 33 dniach karmienia w podanej temperaturze. Myszy nie były karmione 2-3 godziny przed pobraniem krwi. Wyjątkiem był doustny test tolerancji glukozy, który wykonano dwa dni przed zakończeniem badania na myszach głodzonych przez 5-6 godzin i utrzymywanych w odpowiedniej temperaturze przez 31 dni. Myszy poddano wyzwaniu dawką 2 g/kg masy ciała. Dane dotyczące obszaru pod krzywą (L) wyrażono jako dane przyrostowe (iAUC). Dane przedstawiono jako średnia ± SEM. Kropki oznaczają poszczególne próbki. *P < 0,05, **P < 0,01, **P < 0,001, ****P < 0,0001, n = 7. *P < 0,05, **P < 0,01, **P < 0,001, ****P < 0,0001, n = 7. *P <0,05, **P <0,01, **P <0,001, ****P <0,0001, n = 7. *P<0,05, **P<0,01, **P<0,001, ****P<0,0001, n=7. *P < 0,05, **P < 0,01, **P < 0,001, ****P < 0,0001, n = 7. *P < 0,05, **P < 0,01, **P < 0,001, ****P < 0,0001, n = 7. *P <0,05, **P <0,01, **P <0,001, ****P <0,0001, n = 7. *P<0,05, **P<0,01, **P<0,001, ****P<0,0001, n=7.
U myszy DIO (również poszczących przez 2-3 godziny) stężenia cholesterolu w osoczu, HDL, ALT, AST i FFA nie różniły się między grupami. Zarówno TG, jak i glicerol były istotnie podwyższone w grupie 30°C w porównaniu do grupy 22°C (rysunki 7a–h). Natomiast 3-GB było o około 25% niższe w 30°C w porównaniu do 22°C (rysunek 7b). Tak więc, chociaż myszy utrzymywane w temperaturze 22°C miały ogólnie dodatni bilans energetyczny, co sugeruje przyrost masy ciała, różnice w stężeniach TG, glicerolu i 3-HB w osoczu sugerują, że myszy w temperaturze 22°C podczas pobierania próbek były niższe niż w temperaturze 22°C. °C. Myszy hodowane w temperaturze 30°C znajdowały się w stosunkowo bardziej ujemnym stanie energetycznym. Zgodnie z tym, stężenia w wątrobie ekstrahowalnego glicerolu i TG, ale nie glikogenu i cholesterolu, były wyższe w grupie 30 °C (Rys. uzupełniający 3a-d). Aby zbadać, czy różnice w lipolizie zależne od temperatury (mierzone za pomocą TG i glicerolu w osoczu) są wynikiem wewnętrznych zmian w tłuszczu najądrza lub pachwinowym, wyekstrahowaliśmy tkankę tłuszczową z tych magazynów pod koniec badania i dokonaliśmy ilościowego określenia wolnych kwasów tłuszczowych ex vivo. i uwalniania glicerolu. We wszystkich grupach eksperymentalnych próbki tkanki tłuszczowej z depozytów najądrza i pachwinowych wykazały co najmniej dwukrotny wzrost produkcji glicerolu i FFA w odpowiedzi na stymulację izoproterenolem (Rys. uzupełniający 4a-d). Jednak nie stwierdzono wpływu temperatury skorupy na lipolizę podstawową lub stymulowaną izoproterenolem. Zgodnie z wyższą masą ciała i masą tłuszczu, poziomy leptyny w osoczu były istotnie wyższe w grupie 30°C niż w grupie 22°C (rysunek 7i). Z kolei poziomy insuliny i peptydu C w osoczu nie różniły się między grupami temperaturowymi (rysunek 7k, k), ale glukagon w osoczu wykazywał zależność od temperatury, ale w tym przypadku prawie 22°C w przeciwnej grupie było dwukrotnie wyższe w porównaniu do 30°C. Z. Grupa C (rysunek 7l). FGF21 nie różnił się między różnymi grupami temperaturowymi (rysunek 7m). W dniu OGTT, bazowe stężenie glukozy we krwi wynosiło około 10 mM i nie różniło się między myszami trzymanymi w różnych temperaturach (rysunek 7n). Doustne podanie glukozy zwiększyło stężenie glukozy we krwi i osiągnęło szczyt we wszystkich grupach przy stężeniu około 18 mM 15 minut po podaniu dawki. Nie stwierdzono istotnych różnic w wartościach iAUC (15–120 min) ani stężeniach w różnych punktach czasowych po podaniu dawki (15, 30, 60, 90 i 120 min) (ryc. 7n, o).
Stężenia TG, 3-HB, cholesterolu, HDL, ALT, AST, FFA, glicerolu, leptyny, insuliny, peptydu C, glukagonu i FGF21 w osoczu przedstawiono u dorosłych samców myszy DIO (ao) po 33 dniach karmienia w określonej temperaturze. Myszy nie były karmione 2-3 godziny przed pobraniem krwi. Doustny test tolerancji glukozy stanowił wyjątek, ponieważ został wykonany w dawce 2 g/kg masy ciała dwa dni przed zakończeniem badania u myszy, które były głodzone przez 5-6 godzin i utrzymywane w odpowiedniej temperaturze przez 31 dni. Dane dotyczące obszaru pod krzywą (o) przedstawiono jako dane przyrostowe (iAUC). Dane przedstawiono jako średnią ± SEM. Kropki oznaczają poszczególne próbki. *P < 0,05, **P < 0,01, **P < 0,001, ****P < 0,0001, n = 7. *P < 0,05, **P < 0,01, **P < 0,001, ****P < 0,0001, n = 7. *P <0,05, **P <0,01, **P <0,001, ****P <0,0001, n = 7. *P<0,05, **P<0,01, **P<0,001, ****P<0,0001, n=7. *P < 0,05, **P < 0,01, **P < 0,001, ****P < 0,0001, n = 7. *P < 0,05, **P < 0,01, **P < 0,001, ****P < 0,0001, n = 7. *P <0,05, **P <0,01, **P <0,001, ****P <0,0001, n = 7. *P<0,05, **P<0,01, **P<0,001, ****P<0,0001, n=7.
Przenoszenie danych z gryzoni na ludzi jest złożonym problemem, który odgrywa centralną rolę w interpretacji znaczenia obserwacji w kontekście badań fizjologicznych i farmakologicznych. Ze względów ekonomicznych i w celu ułatwienia badań myszy są często przetrzymywane w temperaturze pokojowej poniżej ich strefy termoneutralnej, co powoduje aktywację różnych kompensacyjnych układów fizjologicznych, które zwiększają tempo metabolizmu i potencjalnie upośledzają translatowalność9. Tak więc narażenie myszy na zimno może uczynić myszy odpornymi na otyłość wywołaną dietą i może zapobiec hiperglikemii u szczurów leczonych streptozotocyną ze względu na zwiększony transport glukozy niezależny od insuliny. Nie jest jednak jasne, w jakim stopniu przedłużona ekspozycja na różne istotne temperatury (od pokojowej do termoneutralnej) wpływa na różną homeostazę energetyczną myszy o prawidłowej masie ciała (na jedzeniu) i myszy DIO (na HFD) oraz parametry metaboliczne, a także w jakim stopniu były one w stanie zrównoważyć wzrost EE ze wzrostem spożycia pokarmu. Badanie przedstawione w tym artykule ma na celu wyjaśnienie tego tematu.
Wykazaliśmy, że u myszy dorosłych o normalnej wadze i samców myszy DIO, EE jest odwrotnie proporcjonalne do temperatury pokojowej w zakresie od 22 do 30°C. Tak więc, EE w temperaturze 22°C było o około 30% wyższe niż w temperaturze 30°C. w obu modelach myszy. Jednak ważną różnicą między myszami o normalnej wadze a myszami DIO jest to, że podczas gdy myszy o normalnej wadze dorównywały EE w niższych temperaturach, odpowiednio dostosowując spożycie pokarmu, spożycie pokarmu u myszy DIO zmieniało się na różnych poziomach. Temperatury w badaniu były podobne. Po miesiącu myszy DIO trzymane w temperaturze 30°C przybrały więcej masy ciała i masy tłuszczu niż myszy trzymane w temperaturze 22°C, podczas gdy normalni ludzie trzymani w tej samej temperaturze i przez ten sam okres czasu nie doprowadzili do gorączki. różnica w masie ciała. myszy. W porównaniu z temperaturami zbliżonymi do temperatury neutralnej lub w temperaturze pokojowej, wzrost w temperaturze pokojowej spowodował, że myszy DIO lub myszy o normalnej wadze na diecie wysokotłuszczowej, ale nie na diecie myszy o normalnej wadze, przybrały stosunkowo mniej na wadze. ciała. Potwierdzone przez inne badania17,18,19,20,21, ale nie przez wszystkie22,23.
Hipoteza zakłada, że zdolność do tworzenia mikrośrodowiska w celu zmniejszenia utraty ciepła przesuwa neutralność termiczną w lewo8, 12. W naszym badaniu zarówno dodanie materiału do gniazdowania, jak i ukrycie zmniejszyły EE, ale nie skutkowały neutralnością termiczną do 28°C. Zatem nasze dane nie potwierdzają, że najniższy punkt termoneutralności u dorosłych myszy z jednym kolanem, z domami wzbogaconymi środowiskowo lub bez nich, powinien wynosić 26-28°C, jak pokazano8,12, ale potwierdzają inne badania wykazujące termoneutralność. temperatury 30°C u myszy w najniższym punkcie7, 10, 24. Aby skomplikować sprawę, wykazano, że punkt termoneutralny u myszy nie jest statyczny w ciągu dnia, ponieważ jest niższy w fazie spoczynku (światła), prawdopodobnie z powodu niższej produkcji kalorii w wyniku aktywności i termogenezy wywołanej dietą. W fazie jasnej dolna granica neutralności termicznej wynosi zatem ~29°С, a w fazie ciemnej ~33°С25.
Ostatecznie, związek między temperaturą otoczenia a całkowitym zużyciem energii jest określany przez rozpraszanie ciepła. W tym kontekście stosunek powierzchni do objętości jest ważnym czynnikiem determinującym wrażliwość termiczną, wpływającym zarówno na rozpraszanie ciepła (powierzchnia), jak i generowanie ciepła (objętość). Oprócz powierzchni, transfer ciepła jest również określany przez izolację (szybkość transferu ciepła). U ludzi masa tłuszczu może zmniejszyć utratę ciepła, tworząc barierę izolacyjną wokół skorupy ciała, a zasugerowano, że masa tłuszczu jest również ważna dla izolacji termicznej u myszy, obniżając punkt termoneutralny i zmniejszając wrażliwość temperaturową poniżej punktu termicznie neutralnego (nachylenie krzywej). temperatura otoczenia w porównaniu do EE)12. Nasze badanie nie zostało zaprojektowane w celu bezpośredniej oceny tej domniemanej zależności, ponieważ dane dotyczące składu ciała zostały zebrane 9 dni przed zebraniem danych dotyczących wydatku energetycznego, a masa tłuszczu nie była stabilna w trakcie całego badania. Jednakże, ponieważ myszy o normalnej wadze i myszy DIO mają o 30% niższe EE w 30°C niż w 22°C pomimo co najmniej 5-krotnej różnicy masy tłuszczu, nasze dane nie potwierdzają, że otyłość powinna zapewniać podstawową izolację. czynnik, przynajmniej nie w badanym zakresie temperatur. Jest to zgodne z innymi badaniami lepiej zaprojektowanymi do eksploracji tego4,24. W tych badaniach izolacyjny efekt otyłości był niewielki, ale stwierdzono, że futro zapewnia 30-50% całkowitej izolacji cieplnej4,24. Jednak u martwych myszy przewodnictwo cieplne wzrosło o około 450% bezpośrednio po śmierci, co sugeruje, że izolacyjny efekt futra jest niezbędny do działania mechanizmów fizjologicznych, w tym zwężenia naczyń krwionośnych. Oprócz różnic gatunkowych w futrze między myszami i ludźmi, na słaby efekt izolacyjny otyłości u myszy mogą również wpływać następujące czynniki: Czynnik izolacyjny ludzkiej masy tłuszczowej jest głównie pośredniczony przez podskórną masę tłuszczową (grubość)26,27. Zwykle u gryzoni Mniej niż 20% całkowitego tłuszczu zwierzęcego28. Ponadto całkowita masa tłuszczu może nie być nawet suboptymalnym pomiarem izolacji cieplnej danej osoby, ponieważ argumentowano, że lepsza izolacja cieplna jest równoważona przez nieunikniony wzrost powierzchni (a zatem zwiększoną utratę ciepła) wraz ze wzrostem masy tłuszczu.
U myszy o normalnej masie ciała, stężenia TG, 3-HB, cholesterolu, HDL, ALT i AST w osoczu na czczo nie zmieniały się w różnych temperaturach przez prawie 5 tygodni, prawdopodobnie dlatego, że myszy znajdowały się w tym samym stanie równowagi energetycznej. były takie same pod względem masy ciała i składu ciała jak na końcu badania. Zgodnie z podobieństwem masy tłuszczowej, nie było również różnic w poziomach leptyny w osoczu ani w insulinie na czczo, peptydzie C i glukagonie. Więcej sygnałów znaleziono u myszy DIO. Chociaż myszy w temperaturze 22°C również nie miały ogólnego ujemnego bilansu energetycznego w tym stanie (gdy przybierały na wadze), pod koniec badania były stosunkowo bardziej niedoborowe pod względem energii w porównaniu do myszy hodowanych w temperaturze 30°C, w warunkach takich jak wysoka produkcja ketonów przez organizm (3-GB) i spadek stężenia glicerolu i TG w osoczu. Jednakże różnice w lipolizie zależne od temperatury nie wydają się być wynikiem wewnętrznych zmian w tłuszczu najądrza lub pachwinowym, takich jak zmiany w ekspresji lipazy reagującej na adipohormony, ponieważ FFA i glicerol uwalniane z tłuszczu wyekstrahowanego z tych depozytów są pomiędzy Grupy temperaturowe są do siebie podobne. Chociaż nie badaliśmy tonusu współczulnego w bieżącym badaniu, inni odkryli, że (na podstawie częstości akcji serca i średniego ciśnienia tętniczego) jest on liniowo związany z temperaturą otoczenia u myszy i jest w przybliżeniu niższy w temperaturze 30°C niż w temperaturze 22°C 20% C Tak więc różnice w tonusie współczulnym zależne od temperatury mogą odgrywać rolę w lipolizie w naszym badaniu, ale ponieważ wzrost tonusu współczulnego stymuluje, a nie hamuje lipolizę, inne mechanizmy mogą przeciwdziałać temu spadkowi u myszy hodowanych. Potencjalna rola w rozkładzie tłuszczu w organizmie. Temperatura pokojowa. Co więcej, część stymulującego wpływu tonu współczulnego na lipolizę jest pośrednio pośredniczona przez silne hamowanie wydzielania insuliny, co podkreśla wpływ insuliny przerywającej suplementację na lipolizę30, ale w naszym badaniu, insulina w osoczu na czczo i ton współczulny peptydu C w różnych temperaturach nie były wystarczające, aby zmienić lipolizę. Zamiast tego odkryliśmy, że różnice w statusie energetycznym były najprawdopodobniej głównym czynnikiem przyczyniającym się do tych różnic u myszy DIO. Podstawowe powody, które prowadzą do lepszej regulacji spożycia pokarmu z EE u myszy o normalnej wadze, wymagają dalszych badań. Jednak ogólnie rzecz biorąc, spożycie pokarmu jest kontrolowane przez wskazówki homeostatyczne i hedonistyczne31,32,33. Chociaż toczy się debata, który z tych dwóch sygnałów jest ilościowo ważniejszy,31,32,33, dobrze wiadomo, że długotrwałe spożywanie pokarmów o wysokiej zawartości tłuszczu prowadzi do bardziej przyjemnych zachowań żywieniowych, które w pewnym stopniu nie są związane z homeostazą. . – regulowane spożycie pokarmu34,35,36. Dlatego zwiększone hedonistyczne zachowanie żywieniowe myszy DIO leczonych 45% HFD może być jednym z powodów, dla których myszy te nie zrównoważyły spożycia pokarmu EE. Co ciekawe, różnice w apetycie i hormonach regulujących poziom glukozy we krwi obserwowano również u myszy DIO z kontrolowaną temperaturą, ale nie u myszy o prawidłowej masie ciała. U myszy DIO poziom leptyny w osoczu wzrastał wraz z temperaturą, a poziom glukagonu spadał wraz z temperaturą. Zakres, w jakim temperatura może bezpośrednio wpływać na te różnice, zasługuje na dalsze badania, ale w przypadku leptyny względny ujemny bilans energetyczny, a tym samym niższa masa tłuszczu u myszy w temperaturze 22°C, z pewnością odegrały ważną rolę, ponieważ masa tłuszczu i leptyna w osoczu są silnie skorelowane37. Jednak interpretacja sygnału glukagonu jest bardziej zagadkowa. Podobnie jak w przypadku insuliny, wydzielanie glukagonu było silnie hamowane przez wzrost napięcia współczulnego, ale najwyższe napięcie współczulne przewidywano w grupie 22°C, która miała najwyższe stężenie glukagonu w osoczu. Insulina jest kolejnym silnym regulatorem glukagonu w osoczu, a insulinooporność i cukrzyca typu 2 są silnie związane z głodówką i hiperglukagonemią poposiłkową38,39. Jednak myszy DIO w naszym badaniu były również niewrażliwe na insulinę, więc nie mogło to być głównym czynnikiem wzrostu sygnalizacji glukagonu w grupie 22°C. Zawartość tłuszczu w wątrobie jest również pozytywnie związana ze wzrostem stężenia glukagonu w osoczu, którego mechanizmy z kolei mogą obejmować wątrobową oporność na glukagon, zmniejszoną produkcję mocznika, zwiększone stężenia krążących aminokwasów i zwiększone wydzielanie glukagonu stymulowane aminokwasami40,41,42. Jednak ponieważ ekstrahowalne stężenia glicerolu i TG nie różniły się między grupami temperaturowymi w naszym badaniu, nie mogło to być potencjalnym czynnikiem wzrostu stężeń w osoczu w grupie 22°C. Trójjodotyronina (T3) odgrywa kluczową rolę w ogólnym tempie metabolizmu i inicjacji obrony metabolicznej przed hipotermią43,44. Tak więc stężenie T3 w osoczu, prawdopodobnie kontrolowane przez centralnie mediowane mechanizmy,45,46 wzrasta zarówno u myszy, jak i u ludzi w warunkach mniej niż termoneutralnych47, chociaż wzrost u ludzi jest mniejszy, co jest bardziej predysponowane do myszy. Jest to zgodne z utratą ciepła do środowiska. Nie mierzyliśmy stężeń T3 w osoczu w bieżącym badaniu, ale stężenia mogły być niższe w grupie 30°C, co może wyjaśniać wpływ tej grupy na poziomy glukagonu w osoczu, ponieważ my (zaktualizowany rysunek 5a) i inni wykazaliśmy, że T3 zwiększa glukagon w osoczu w sposób zależny od dawki. Donoszono, że hormony tarczycy indukują ekspresję FGF21 w wątrobie. Podobnie jak glukagon, stężenia FGF21 w osoczu również wzrastały wraz ze stężeniami T3 w osoczu (Rys. uzupełniający 5b i ref. 48), ale w porównaniu z glukagonem, stężenia FGF21 w osoczu w naszym badaniu nie były zależne od temperatury. Podstawowe przyczyny tej rozbieżności wymagają dalszych badań, ale indukcja FGF21 napędzana przez T3 powinna wystąpić przy wyższych poziomach ekspozycji na T3 w porównaniu z obserwowaną odpowiedzią glukagonu napędzaną przez T3 (Rys. uzupełniający 5b).
Wykazano, że dieta HFD jest silnie związana z upośledzoną tolerancją glukozy i insulinoopornością (markery) u myszy hodowanych w temperaturze 22°C. Jednak dieta HFD nie była związana ani z upośledzoną tolerancją glukozy, ani z insulinoopornością, gdy myszy były hodowane w środowisku termoneutralnym (zdefiniowanym tutaj jako 28°C) 19 . W naszym badaniu zależność ta nie została powtórzona u myszy DIO, ale myszy o normalnej masie ciała utrzymywane w temperaturze 30°C znacząco poprawiły tolerancję glukozy. Powód tej różnicy wymaga dalszych badań, ale może na nią wpływać fakt, że myszy DIO w naszym badaniu były insulinooporne, ze stężeniami peptydu C w osoczu na czczo i stężeniami insuliny 12-20 razy wyższymi niż u myszy o normalnej masie ciała. i we krwi na pusty żołądek. stężenia glukozy około 10 mM (około 6 mM przy normalnej masie ciała), co wydaje się pozostawiać małe okno na wszelkie potencjalnie korzystne efekty narażenia na warunki termoneutralne w celu poprawy tolerancji glukozy. Możliwym czynnikiem mylącym jest to, że ze względów praktycznych OGTT przeprowadza się w temperaturze pokojowej. Zatem myszy trzymane w wyższych temperaturach doświadczyły łagodnego szoku termicznego, który może mieć wpływ na wchłanianie/klirens glukozy. Jednak w oparciu o podobne stężenia glukozy we krwi na czczo w różnych grupach temperaturowych, zmiany temperatury otoczenia mogły nie mieć znaczącego wpływu na wyniki.
Jak wspomniano wcześniej, ostatnio podkreślono, że zwiększenie temperatury w pomieszczeniu może osłabić niektóre reakcje na stres związany z zimnem, co może podważyć możliwość przenoszenia danych dotyczących myszy na ludzi. Nie jest jednak jasne, jaka jest optymalna temperatura do trzymania myszy, aby naśladowały one ludzką fizjologię. Odpowiedź na to pytanie może być również zależna od dziedziny badań i badanego punktu końcowego. Przykładem tego jest wpływ diety na gromadzenie się tłuszczu w wątrobie, tolerancję glukozy i insulinooporność19. Jeśli chodzi o wydatek energetyczny, niektórzy badacze uważają, że termoneutralność jest optymalną temperaturą do odchowu, ponieważ ludzie potrzebują niewiele dodatkowej energii, aby utrzymać temperaturę ciała, i definiują temperaturę pojedynczego kolana dla dorosłych myszy jako 30°C7,10. Inni badacze uważają, że temperatura porównywalna z tą, którą ludzie zazwyczaj doświadczają, gdy dorosłe myszy są na jednym kolanie, wynosi 23-25°C, ponieważ odkryli, że termoneutralność wynosi 26-28°C, a w oparciu o ludzi jest niższa o około 3°C. ich dolna temperatura krytyczna, zdefiniowana tutaj jako 23°C, wynosi nieznacznie 8,12. Nasze badanie jest zgodne z kilkoma innymi badaniami, które stwierdzają, że neutralność termiczna nie jest osiągana w temperaturze 26-28°C4, 7, 10, 11, 24, 25, co wskazuje, że 23-25°C jest zbyt niskie. Innym ważnym czynnikiem, który należy wziąć pod uwagę w odniesieniu do temperatury pokojowej i termoneutralności u myszy, jest pojedyncza lub grupowa hodowla. Gdy myszy były trzymane w grupach, a nie pojedynczo, jak w naszym badaniu, wrażliwość na temperaturę była zmniejszona, prawdopodobnie z powodu stłoczenia zwierząt. Jednak temperatura pokojowa była nadal poniżej LTL 25, gdy użyto trzech grup. Być może najważniejszą różnicą międzygatunkową w tym względzie jest ilościowe znaczenie aktywności BAT jako obrony przed hipotermią. Tak więc, podczas gdy myszy w dużej mierze kompensowały swoją wyższą utratę kalorii poprzez zwiększenie aktywności BAT, która stanowi ponad 60% EE w samej temperaturze 5°C,51,52 wkład ludzkiej aktywności BAT do EE był znacznie wyższy, znacznie mniejszy. Dlatego zmniejszenie aktywności BAT może być ważnym sposobem na zwiększenie translacji u ludzi. Regulacja aktywności BAT jest złożona, ale często jest pośredniczona przez połączone efekty stymulacji adrenergicznej, hormonów tarczycy i ekspresji UCP114,54,55,56,57. Nasze dane wskazują, że temperatura musi zostać podniesiona powyżej 27,5°C w porównaniu do myszy w temperaturze 22°C, aby wykryć różnice w ekspresji genów BAT odpowiedzialnych za funkcję/aktywację. Jednak różnice stwierdzone między grupami w temperaturze 30 i 22°C nie zawsze wskazywały na wzrost aktywności BAT w grupie 22°C, ponieważ Ucp1, Adrb2 i Vegf-a były w dół regulowane w grupie 22°C. Podstawowa przyczyna tych nieoczekiwanych wyników pozostaje do ustalenia. Jedną z możliwości jest to, że ich zwiększona ekspresja może nie odzwierciedlać sygnału podwyższonej temperatury pokojowej, ale raczej ostry efekt przeniesienia ich z 30°C do 22°C w dniu usunięcia (myszy doświadczyły tego 5-10 minut przed startem). ).
Ogólnym ograniczeniem naszego badania jest to, że badaliśmy tylko myszy płci męskiej. Inne badania sugerują, że płeć może być ważnym czynnikiem w naszych głównych wskazaniach, ponieważ myszy płci żeńskiej z jednym kolanem są bardziej wrażliwe na temperaturę ze względu na wyższą przewodność cieplną i utrzymywanie ściślej kontrolowanej temperatury rdzenia. Ponadto myszy płci żeńskiej (na diecie HFD) wykazały większy związek spożycia energii z EE w temperaturze 30 °C w porównaniu z myszami płci męskiej, które spożywały więcej myszy tej samej płci (w tym przypadku 20 °C) 20 . Tak więc u myszy płci żeńskiej zawartość subtermonetralna efektu jest wyższa, ale ma ten sam wzór, co u myszy płci męskiej. W naszym badaniu skupiliśmy się na myszach płci męskiej z jednym kolanem, ponieważ są to warunki, w których przeprowadzana jest większość badań metabolicznych badających EE. Innym ograniczeniem naszego badania było to, że myszy były na tej samej diecie przez cały okres badania, co uniemożliwiło zbadanie znaczenia temperatury pokojowej dla elastyczności metabolicznej (mierzonej zmianami RER dla zmian w diecie w różnych składach makroskładników). u myszy płci żeńskiej i męskiej trzymanych w temperaturze 20°C w porównaniu do myszy trzymanych w temperaturze 30°C.
Podsumowując, nasze badanie pokazuje, że podobnie jak w innych badaniach, myszy lap 1 o normalnej wadze są termoneutralne powyżej przewidywanych 27,5°C. Ponadto nasze badanie pokazuje, że otyłość nie jest głównym czynnikiem izolacyjnym u myszy o normalnej wadze lub DIO, co skutkuje podobnymi stosunkami temperatury:EE u myszy DIO i myszy o normalnej wadze. Podczas gdy spożycie pokarmu przez myszy o normalnej wadze było zgodne z EE i w ten sposób utrzymywało stabilną masę ciała w całym zakresie temperatur, spożycie pokarmu przez myszy DIO było takie samo w różnych temperaturach, co skutkowało wyższym stosunkiem myszy w temperaturze 30°C. w temperaturze 22°C przybierały więcej masy ciała. Ogólnie rzecz biorąc, systematyczne badania badające potencjalne znaczenie życia poniżej temperatur termoneutralnych są uzasadnione ze względu na często obserwowaną słabą tolerancję między badaniami na myszach i ludziach. Na przykład w badaniach nad otyłością częściowym wyjaśnieniem ogólnie gorszej przekładalności może być fakt, że badania nad utratą wagi u myszy są zwykle przeprowadzane na zwierzętach umiarkowanie zestresowanych zimnem, trzymanych w temperaturze pokojowej ze względu na ich zwiększone EE. Nadmierna utrata masy ciała w porównaniu do oczekiwanej masy ciała danej osoby, w szczególności, gdy mechanizm działania polega na zwiększeniu EE poprzez zwiększenie aktywności BAP, która jest bardziej aktywna i aktywowana w temperaturze pokojowej niż w temperaturze 30°C.
Zgodnie z duńską ustawą o doświadczeniach na zwierzętach (1987 r.) i Narodowymi Instytutami Zdrowia (publikacja nr 85-23) oraz Europejską konwencją o ochronie kręgowców wykorzystywanych do celów doświadczalnych i innych celów naukowych (Rada Europy nr 123, Strasburg, 1985 r.).
Dwudziestotygodniowe samce myszy C57BL/6J uzyskano od Janvier Saint Berthevin Cedex we Francji i podawano im ad libitum standardową karmę (Altromin 1324) i wodę (~22°C) po 12:12-godzinnym cyklu światło:ciemność w temperaturze pokojowej. Samce myszy DIO (20 tygodni) uzyskano od tego samego dostawcy i podawano im ad libitum dietę wysokotłuszczową składającą się z 45% tłuszczu (nr kat. D12451, Research Diet Inc., NJ, USA) i wodę w warunkach hodowlanych. Myszy przystosowano do środowiska na tydzień przed rozpoczęciem badania. Dwa dni przed przeniesieniem do systemu kalorymetrii pośredniej myszy zważono, poddano skanowaniu MRI (EchoMRITM, TX, USA) i podzielono na cztery grupy odpowiadające masie ciała, zawartości tłuszczu i prawidłowej masie ciała.
Graficzny diagram projektu badania przedstawiono na rysunku 8. Myszy przeniesiono do zamkniętego i kontrolowanego temperaturowo pośredniego systemu kalorymetrycznego w Sable Systems Internationals (Nevada, USA), który obejmował monitory jakości żywności i wody oraz ramę Promethion BZ1, która rejestrowała poziomy aktywności poprzez pomiar przerw w wiązce. XYZ. Myszy (n = 8) były przetrzymywane pojedynczo w temperaturze 22, 25, 27,5 lub 30°C, przy użyciu ściółki, ale bez schronienia i materiału do gniazdowania, w cyklu światło:ciemność 12:12 godzin (światło: 06:00–18:00). 2500 ml/min. Myszy aklimatyzowano przez 7 dni przed rejestracją. Zapisy były zbierane przez cztery dni z rzędu. Następnie myszy przetrzymywano w odpowiednich temperaturach 25, 27,5 i 30°C przez dodatkowe 12 dni, po czym dodano koncentraty komórek, jak opisano poniżej. Tymczasem grupy myszy trzymanych w temperaturze 22°C trzymano w tej temperaturze przez kolejne dwa dni (aby zebrać nowe dane wyjściowe), a następnie temperaturę zwiększano o 2°C co drugi dzień na początku fazy światła (06:00) aż do osiągnięcia 30°C. Następnie temperaturę obniżono do 22°C i zbierano dane przez kolejne dwa dni. Po dwóch dodatkowych dniach rejestrowania w temperaturze 22°C do wszystkich komórek we wszystkich temperaturach dodano skórki, a zbieranie danych rozpoczęto drugiego dnia (dzień 17) i przez trzy dni. Następnie (dzień 20) do wszystkich komórek dodano materiał do gniazdowania (8-10 g) na początku cyklu światła (06:00) i zbierano dane przez kolejne trzy dni. Tak więc pod koniec badania myszy trzymane w temperaturze 22°C trzymano w tej temperaturze przez 21/33 dni, a w 22°C przez ostatnie 8 dni, podczas gdy myszy w innych temperaturach trzymano w tej temperaturze przez 33 dni. /33 dni. Myszy były karmione w okresie badania.
Myszy o normalnej wadze i myszy DIO poddano tym samym procedurom badawczym. W dniu -9 myszy zważono, poddano skanowaniu MRI i podzielono na grupy o porównywalnej masie ciała i składzie ciała. W dniu -7 myszy przeniesiono do zamkniętego systemu pośredniej kalorymetrii z kontrolowaną temperaturą, wyprodukowanego przez SABLE Systems International (Nevada, USA). Myszy trzymano pojedynczo w ściółce, ale bez materiałów do gniazdowania lub schronienia. Temperaturę ustawiono na 22, 25, 27,5 lub 30 °C. Po tygodniu aklimatyzacji (od dnia -7 do 0, zwierzęta nie były niepokojone), dane zbierano przez cztery kolejne dni (dni 0-4, dane przedstawiono na FIG. 1, 2, 5). Następnie myszy trzymano w temperaturze 25, 27,5 i 30 °C w stałych warunkach do 17 dnia. W tym samym czasie temperatura w grupie 22°C była zwiększana w odstępach 2°C co drugi dzień poprzez dostosowanie cyklu temperaturowego (06:00 h) na początku ekspozycji na światło (dane przedstawiono na rys. 1). W dniu 15 temperatura spadła do 22°C i zebrano dane z dwóch dni, aby zapewnić dane bazowe dla kolejnych zabiegów. Skóry dodano wszystkim myszom w dniu 17, a materiał do gniazdowania dodano w dniu 20 (rys. 5). W dniu 23 myszy zważono i poddano skanowaniu MRI, a następnie pozostawiono same na 24 godziny. W dniu 24 myszy głodzono od początku fotoperiodu (06:00) i otrzymały OGTT (2 g/kg) o godzinie 12:00 (6-7 godzin głodówki). Następnie myszy powróciły do odpowiednich warunków SABLE i zostały uśmiercone drugiego dnia (dzień 25).
Myszki DIO (n = 8) postępowały zgodnie z tym samym protokołem co myszy o normalnej wadze (jak opisano powyżej i na rysunku 8). Myszki utrzymywały 45% HFD przez cały eksperyment wydatkowania energii.
VO2 i VCO2, a także ciśnienie pary wodnej, rejestrowano z częstotliwością 1 Hz ze stałą czasową komórki wynoszącą 2,5 min. Spożycie pokarmu i wody zbierano poprzez ciągłe rejestrowanie (1 Hz) wagi wiader z pokarmem i wodą. Używany monitor jakości podawał rozdzielczość 0,002 g. Poziomy aktywności rejestrowano za pomocą monitora z wiązką 3D XYZ, dane zbierano z wewnętrzną rozdzielczością 240 Hz i raportowano co sekundę, aby określić całkowitą przebytą odległość (m) z efektywną rozdzielczością przestrzenną 0,25 cm. Dane przetworzono za pomocą Sable Systems Macro Interpreter v.2.41, obliczając EE i RER oraz filtrując wartości odstające (np. fałszywe zdarzenia posiłków). Interpreter makro jest skonfigurowany tak, aby wyprowadzać dane dla wszystkich parametrów co pięć minut.
Oprócz regulacji EE, temperatura otoczenia może również regulować inne aspekty metabolizmu, w tym metabolizm glukozy poposiłkowej, poprzez regulację wydzielania hormonów metabolizujących glukozę. Aby przetestować tę hipotezę, w końcu ukończyliśmy badanie temperatury ciała, prowokując myszy o normalnej wadze doustnym obciążeniem glukozą DIO (2 g/kg). Metody są szczegółowo opisane w dodatkowych materiałach.
Pod koniec badania (dzień 25) myszy głodzono przez 2-3 godziny (rozpoczynając od 06:00), znieczulono izofluranem i całkowicie upuszczono krew przez retroorbitalną wennipunkcję. Kwantyfikacja lipidów osocza i hormonów oraz lipidów w wątrobie została opisana w materiałach uzupełniających.
Aby zbadać, czy temperatura skorupy powoduje wewnętrzne zmiany w tkance tłuszczowej wpływające na lipolizę, tkankę tłuszczową pachwinową i najądrza wycięto bezpośrednio od myszy po ostatnim etapie krwawienia. Tkanki przetworzono przy użyciu nowo opracowanego testu lipolizy ex vivo opisanego w Metodach uzupełniających.
Tkankę tłuszczową brunatną (BAT) pobrano w dniu zakończenia badania i poddano obróbce zgodnie z opisem w metodach uzupełniających.
Dane przedstawiono jako średnią ± SEM. Wykresy stworzono w GraphPad Prism 9 (La Jolla, CA), a grafiki edytowano w Adobe Illustrator (Adobe Systems Incorporated, San Jose, CA). Istotność statystyczną oceniano w GraphPad Prism i testowano za pomocą sparowanego testu t, powtarzanych pomiarów jednokierunkowej/dwukierunkowej analizy wariancji, a następnie testu wielokrotnych porównań Tukeya lub niesparowanej jednokierunkowej analizy wariancji, a następnie testu wielokrotnych porównań Tukeya, w razie potrzeby. Rozkład Gaussa danych został zweryfikowany za pomocą testu normalności D'Agostino-Pearsona przed testowaniem. Wielkość próby jest wskazana w odpowiedniej sekcji sekcji „Wyniki”, a także w legendzie. Powtórzenie jest zdefiniowane jako każdy pomiar wykonany na tym samym zwierzęciu (in vivo lub na próbce tkanki). Pod względem powtarzalności danych, związek między wydatkiem energetycznym a temperaturą przypadku wykazano w czterech niezależnych badaniach z wykorzystaniem różnych myszy o podobnym projekcie badawczym.
Szczegółowe protokoły eksperymentalne, materiały i surowe dane są dostępne na uzasadnione żądanie głównego autora Rune E. Kuhre. Badanie to nie wygenerowało nowych unikalnych odczynników, linii zwierząt/komórek transgenicznych ani danych sekwencjonowania.
Więcej informacji na temat projektu badania można znaleźć w streszczeniu raportu badawczego Nature Research Report dostępnym pod tym artykułem.
Wszystkie dane tworzą wykres. Dane 1-7 zostały złożone w repozytorium bazy danych Science, numer akcesyjny: 1253.11.sciencedb.02284 lub https://doi.org/10.57760/sciencedb.02284. Dane pokazane w ESM mogą zostać przesłane do Rune E Kuhre po przeprowadzeniu odpowiednich testów.
Nilsson, C., Raun, K., Yan, FF, Larsen, MO i Tang-Christensen, M. Zwierzęta laboratoryjne jako zastępcze modele otyłości u ludzi. Nilsson, C., Raun, K., Yan, FF, Larsen, MO i Tang-Christensen, M. Zwierzęta laboratoryjne jako zastępcze modele otyłości u ludzi.Nilsson K, Raun K, Yang FF, Larsen MO. i Tang-Christensen M. Zwierzęta laboratoryjne jako modele zastępcze otyłości u ludzi. Nilsson, C., Raun, K., Yan, FF, Larsen, MO i Tang-Christensen, M. 实验动物作为人类肥胖的替代模型. Nilsson, C., Raun, K., Yan, FF, Larsen, MO i Tang-Christensen, M. Zwierzęta doświadczalne jako model zastępczy dla ludzi.Nilsson K, Raun K, Yang FF, Larsen MO. i Tang-Christensen M. Zwierzęta laboratoryjne jako zastępcze modele otyłości u ludzi.Acta Farmakologia. Przestępczość 33, 173–181 (2012).
Gilpin, DA Obliczenie nowej stałej Mie i eksperymentalne określenie rozmiaru oparzenia. Burns 22, 607–611 (1996).
Gordon, SJ Układ termoregulacyjny myszy: jego implikacje dla transferu danych biomedycznych do ludzi. Fizjologia. Zachowanie. 179, 55-66 (2017).
Fischer, AW, Csikasz, RI, von Essen, G., Cannon, B. i Nedergaard, J. Brak izolującego efektu otyłości. Fischer, AW, Csikasz, RI, von Essen, G., Cannon, B. i Nedergaard, J. Brak izolującego efektu otyłości.Fischer AW, Chikash RI, von Essen G., Cannon B. i Nedergaard J. Brak efektu izolacji otyłości. Fischer, AW, Csikasz, RI, von Essen, G., Cannon, B. & Nedergaard, J. 肥胖没有绝缘作用. Fischer, AW, Csikasz, RI, von Essen, G., Cannon, B. i Nedergaard, J. Fischer, AW, Csikasz, RI, von Essen, G., Cannon, B. & Nedergaard, J. Ожирение не имеет изолирующего эффекта. Fischer, AW, Csikasz, RI, von Essen, G., Cannon, B. i Nedergaard, J. Otyłość nie ma efektu izolującego.Tak. J. Fizjologia. endokrynologia. metabolizm. 311, E202–E213 (2016).
Lee, P. i in. Dostosowana do temperatury brunatna tkanka tłuszczowa moduluje wrażliwość na insulinę. Diabetes 63, 3686–3698 (2014).
Nakhon, KJ i in. Niższa temperatura krytyczna i indukowana zimnem termogeneza były odwrotnie proporcjonalne do masy ciała i podstawowej przemiany materii u osób szczupłych i z nadwagą. J. Warmly. biology. 69, 238–248 (2017).
Fischer, AW, Cannon, B. i Nedergaard, J. Optymalne temperatury w pomieszczeniach dla myszy mające naśladować środowisko termiczne ludzi: badanie eksperymentalne. Fischer, AW, Cannon, B. i Nedergaard, J. Optymalne temperatury w pomieszczeniach dla myszy mające naśladować środowisko termiczne ludzi: badanie eksperymentalne.Fischer, AW, Cannon, B. i Nedergaard, J. Optymalna temperatura w pomieszczeniu dla myszy w celu naśladowania środowiska termicznego człowieka: badanie eksperymentalne. Fischer, AW, Cannon, B. & Nedergaard, J. 小鼠模拟人类热环境的最佳住房温度:一项实验研究。 Fischer, AW, Cannon, B. i Nedergaard, J.Fisher AW, Cannon B. i Nedergaard J. Optymalna temperatura otoczenia dla myszy symulująca warunki termiczne człowieka: badanie eksperymentalne.Moore. Metabolizm. 7, 161–170 (2018).
Keijer, J., Li, M. i Speakman, JR Jaka temperatura w pomieszczeniu jest najlepsza do przeniesienia doświadczeń na myszach na ludzi? Keijer, J., Li, M. i Speakman, JR Jaka temperatura w pomieszczeniu jest najlepsza do przeniesienia doświadczeń na myszach na ludzi?Keyer J, Lee M i Speakman JR Jaka temperatura pokojowa jest najlepsza do przeniesienia doświadczeń na myszach na ludzi? Keijer, J., Li, M. i Speakman, JR 将小鼠实验转化为人类的最佳外壳温度是多少？ Keijer, J., Li, M. i Speakman, JRKeyer J, Lee M i Speakman JR Jaka jest optymalna temperatura skorupy do przeniesienia eksperymentów na myszach na ludzi?Moore. Metabolizm. 25, 168–176 (2019).
Seeley, RJ i MacDougald, OA Myszy jako modele eksperymentalne fizjologii człowieka: kiedy kilka stopni temperatury w mieszkaniu ma znaczenie. Seeley, RJ i MacDougald, OA Myszy jako modele eksperymentalne fizjologii człowieka: kiedy kilka stopni temperatury w mieszkaniu ma znaczenie. Seeley, RJ & MacDougald, OA Мыши как экспериментальные модели для физиологии человека: когда несколько градусов в жилище имеют значение. Seeley, RJ i MacDougald, OA Myszy jako modele eksperymentalne fizjologii człowieka: kiedy kilka stopni w mieszkaniu robi różnicę. Seeley, RJ & MacDougald, OA Informacje o produkcie Seeley, RJ i MacDougald, OA Мыши Seeley, RJ & MacDougald, OA как экспериментальная модель физиологии человека: когда несколько градусов температуры в помещении имеют значение. Seeley, RJ i MacDougald, Myszy z OA jako eksperymentalny model fizjologii człowieka: kiedy kilka stopni temperatury pokojowej ma znaczenie.Metabolizm narodowy. 3, 443–445 (2021).
Fischer, AW, Cannon, B. i Nedergaard, J. Odpowiedź na pytanie „Jaka jest najlepsza temperatura w pomieszczeniu, aby przenieść eksperymenty na myszach na ludzi?” Fischer, AW, Cannon, B. i Nedergaard, J. Odpowiedź na pytanie „Jaka jest najlepsza temperatura w pomieszczeniu, aby przenieść eksperymenty na myszach na ludzi?” Fischer, AW, Cannon, B. i Nedergaard, J. Odpowiedź na pytanie „Jaka jest najlepsza temperatura pokojowa do przenoszenia eksperymentów na myszach na ludzi?” Fischer, AW, Cannon, B. & Nedergaard, J. 问题的答案„将小鼠实验转化为人类的最佳外壳温度是多少？” Fischer, AW, Cannon, B. i Nedergaard, J.Fisher AW, Cannon B. i Nedergaard J. Odpowiedzi na pytanie „Jaka jest optymalna temperatura skorupy do przenoszenia eksperymentów na myszach na ludzi?”Tak: termoneutralny. Moore. metabolizm. 26, 1-3 (2019).
Czas publikacji: 28-paź-2022
