Dziękujemy za odwiedzenie Nature.com.Wersja przeglądarki, której używasz, obsługuje ograniczoną obsługę CSS.Aby uzyskać najlepszą jakość, zalecamy użycie zaktualizowanej przeglądarki (lub wyłączenie trybu zgodności w przeglądarce Internet Explorer).W międzyczasie, aby zapewnić ciągłość wsparcia, będziemy renderować witrynę bez stylów i JavaScript.
Większość badań metabolicznych na myszach przeprowadza się w temperaturze pokojowej, chociaż w takich warunkach, w przeciwieństwie do ludzi, myszy zużywają dużo energii na utrzymanie temperatury wewnętrznej.Tutaj opisujemy prawidłową wagę i otyłość spowodowaną dietą (DIO) u myszy C57BL/6J karmionych odpowiednio dietą chow chow lub dietą o zawartości 45% wysokiej zawartości tłuszczu.Myszy umieszczono na 33 dni w temperaturze 22, 25, 27,5 i 30°C w systemie kalorymetrii pośredniej.Pokazujemy, że wydatek energetyczny wzrasta liniowo od 30°C do 22°C i jest o około 30% wyższy w temperaturze 22°C w obu modelach myszy.U myszy o normalnej wadze spożycie pokarmu przeciwdziałało EE.I odwrotnie, myszy DIO nie zmniejszyły spożycia pokarmu, gdy EE spadło.Zatem pod koniec badania myszy w temperaturze 30°C miały wyższą masę ciała, masę tłuszczu oraz glicerol i trójglicerydy w osoczu niż myszy w temperaturze 22°C.Brak równowagi u myszy DIO może wynikać ze zwiększonej diety opartej na przyjemności.
Mysz jest najczęściej używanym modelem zwierzęcym w badaniach fizjologii i patofizjologii człowieka i często jest zwierzęciem domyślnym używanym na wczesnych etapach odkrywania i opracowywania leków.Jednakże myszy różnią się od ludzi pod kilkoma ważnymi względami fizjologicznymi i chociaż skalowanie allometryczne można w pewnym stopniu zastosować do przełożenia na ludzi, ogromne różnice między myszami i ludźmi polegają na termoregulacji i homeostazie energetycznej.Świadczy to o zasadniczej niespójności.Średnia masa ciała dorosłych myszy jest co najmniej tysiąc razy mniejsza niż dorosłych (50 g vs. 50 kg), a stosunek pola powierzchni do masy różni się około 400 razy ze względu na nieliniową transformację geometryczną opisaną przez Mee .Równanie 2. W rezultacie myszy tracą znacznie więcej ciepła w stosunku do swojej objętości, przez co są bardziej wrażliwe na temperaturę, bardziej podatne na hipotermię i mają dziesięciokrotnie wyższe średnie tempo podstawowej przemiany materii niż ludzie.W standardowej temperaturze pokojowej (~22°C) myszy muszą zwiększyć całkowity wydatek energii (EE) o około 30%, aby utrzymać temperaturę ciała.W niższych temperaturach EE wzrasta jeszcze bardziej o około 50% i 100% w 15 i 7°C w porównaniu z EE w 22°C.Zatem standardowe warunki w pomieszczeniach indukują reakcję na stres zimnem, co może zagrozić możliwości przeniesienia wyników badań myszy na ludzi, ponieważ ludzie żyjący we współczesnych społeczeństwach spędzają większość czasu w warunkach termoneutralnych (ponieważ nasz niższy stosunek powierzchni do objętości sprawia, że jesteśmy mniej wrażliwi na temperatura, ponieważ tworzymy wokół siebie strefę termoneutralną (TNZ), EE powyżej podstawowego tempa metabolizmu) obejmuje ~19 do 30°C6, podczas gdy u myszy wyższe i węższe pasmo obejmuje tylko 2–4°C7,8 W rzeczywistości jest to ważne W ostatnich latach temu aspektowi poświęcono wiele uwagi4,7,8,9,10,11,12 i zasugerowano, że pewne „różnice gatunkowe” można złagodzić poprzez podniesienie temperatury muszli 9. Jednakże nie ma zgody co do zakresu temperatur co stanowi termoneutralność u myszy.Zatem to, czy dolna temperatura krytyczna w zakresie termoneutralnym u myszy z jednym kolanem jest bliższa 25°C, czy bliższa 30°C4, 7, 8, 10, 12, pozostaje kontrowersyjne.EE i inne parametry metaboliczne ograniczono do godzin lub dni, więc nie jest jasne, w jakim stopniu długotrwałe narażenie na różne temperatury może wpływać na parametry metaboliczne, takie jak masa ciała.spożycie, wykorzystanie substratu, tolerancja glukozy oraz stężenie lipidów i glukozy w osoczu oraz hormonów regulujących apetyt.Ponadto potrzebne są dalsze badania, aby ustalić, w jakim stopniu dieta może wpływać na te parametry (myszy DIO na diecie wysokotłuszczowej mogą być bardziej zorientowane na dietę opartą na przyjemności (hedoniczną)).Aby dostarczyć więcej informacji na ten temat, zbadaliśmy wpływ temperatury odchowu na wyżej wymienione parametry metaboliczne u dorosłych samców myszy o prawidłowej masie ciała i samców myszy z otyłością indukowaną dietą (DIO) na diecie wysokotłuszczowej zawierającej 45%.Myszy trzymano w temperaturze 22, 25, 27,5 lub 30°C przez co najmniej trzy tygodnie.Nie badano temperatur poniżej 22°C, ponieważ w standardowych pomieszczeniach dla zwierząt rzadko temperatura jest niższa od temperatury pokojowej.Odkryliśmy, że myszy DIO o normalnej wadze i jednokołowe reagowały podobnie na zmiany temperatury w pomieszczeniu pod względem EE i niezależnie od stanu pomieszczenia (z lub bez schronienia/materiału do gniazdowania).Jednakże, podczas gdy myszy o normalnej wadze dostosowywały spożycie pokarmu zgodnie z EE, spożycie pokarmu u myszy DIO było w dużej mierze niezależne od EE, co skutkowało większym przyrostem masy ciała.Według danych dotyczących masy ciała, stężenie lipidów i ciał ketonowych w osoczu wykazało, że myszy DIO w temperaturze 30°C miały bardziej dodatni bilans energetyczny niż myszy w temperaturze 22°C.Podstawowe przyczyny różnic w równowadze spożycia energii i EE między myszami o normalnej wadze a myszami DIO wymagają dalszych badań, ale mogą być związane ze zmianami patofizjologicznymi u myszy DIO i wpływem diety opartej na przyjemności w wyniku diety otyłej.
EE wzrastało liniowo od 30 do 22°C i było o około 30% wyższe w 22°C w porównaniu do 30°C (rys. 1a, b).Szybkość wymiany oddechowej (RER) była niezależna od temperatury (ryc. 1c, d).Spożycie pokarmu było zgodne z dynamiką EE i rosło wraz ze spadkiem temperatury (również o ~30% wyższe w 22°C w porównaniu do 30°C (ryc. 1e, f). Spożycie wody. Objętość i poziom aktywności nie zależały od temperatury (ryc. 1g).
Samce myszy (C57BL/6J, wiek 20 tygodni, pomieszczenia indywidualne, n=7) trzymano w klatkach metabolicznych w temperaturze 22°C przez tydzień przed rozpoczęciem badania.Dwa dni po zebraniu danych tła temperaturę podnosino stopniowo co 2°C o godzinie 06:00 dziennie (początek fazy jasnej).Dane przedstawiono jako średnią ± błąd standardowy średniej, a fazę ciemną (18:00–06:00) przedstawiono w szarej ramce.a Wydatek energii (kcal/h), b Całkowity wydatek energii w różnych temperaturach (kcal/24 h), c Współczynnik wymiany oddechowej (VCO2/VO2: 0,7–1,0), d Średni RER w fazie jasnej i ciemnej (VCO2 /VO2) (wartość zerowa jest zdefiniowana jako 0,7).e skumulowane spożycie pokarmu (g), f całkowite spożycie pokarmu w ciągu 24 godzin, g całkowite spożycie wody w ciągu 24 godzin (ml), h całkowite spożycie wody w ciągu 24 godzin, i skumulowany poziom aktywności (m) i j całkowity poziom aktywności (m/24h).).Myszy trzymano we wskazanej temperaturze przez 48 godzin.Dane pokazane dla 24, 26, 28 i 30°C odnoszą się do ostatnich 24 godzin każdego cyklu.Myszy pozostawały karmione przez całe badanie.Istotność statystyczną sprawdzono za pomocą powtarzanych pomiarów jednokierunkowej ANOVA, a następnie testu wielokrotnych porównań Tukeya.Gwiazdki wskazują istotność dla początkowej wartości 22°C, cieniowanie oznacza istotność pomiędzy innymi grupami, jak wskazano. *P < 0,05, **P < 0,01, **P < 0,001, ****P < 0,0001. *P < 0,05, **P < 0,01, **P < 0,001, ****P < 0,0001. *P <0,05, **P <0,01, **P <0,001, ****P <0,0001. *P<0,05, **P<0,01, **P<0,001, ****P<0,0001. *P < 0,05, **P < 0,01, **P < 0,001,****P < 0,0001. *P < 0,05, **P < 0,01, **P < 0,001,****P < 0,0001. *P <0,05, **P <0,01, **P <0,001, ****P <0,0001. *P<0,05, **P<0,01, **P<0,001, ****P<0,0001.Obliczono wartości średnie dla całego okresu doświadczenia (0-192 godziny).n = 7.
Podobnie jak w przypadku myszy o normalnej wadze, EE wzrastało liniowo wraz ze spadkiem temperatury i w tym przypadku EE było również o około 30% wyższe w 22°C w porównaniu z 30°C (ryc. 2a, b).RER nie zmieniał się w różnych temperaturach (ryc. 2c, d).W przeciwieństwie do myszy o normalnej wadze, spożycie pokarmu nie było zgodne z EE w funkcji temperatury pokojowej.Spożycie pokarmu, spożycie wody i poziom aktywności były niezależne od temperatury (ryc. 2e – j).
Samce myszy (C57BL/6J, 20 tygodni) DIO trzymano indywidualnie w klatkach metabolicznych w temperaturze 22°C przez jeden tydzień przed rozpoczęciem badania.Myszy mogą stosować 45% HFD ad libitum.Po aklimatyzacji przez dwa dni zebrano dane wyjściowe.Następnie temperaturę podnosino stopniowo co 2°C co drugi dzień o godzinie 06:00 (początek fazy jasnej).Dane przedstawiono jako średnią ± błąd standardowy średniej, a fazę ciemną (18:00–06:00) przedstawiono w szarej ramce.a Wydatek energii (kcal/h), b Całkowity wydatek energii w różnych temperaturach (kcal/24 h), c Współczynnik wymiany oddechowej (VCO2/VO2: 0,7–1,0), d Średni RER w fazie jasnej i ciemnej (VCO2 /VO2) (wartość zerowa jest zdefiniowana jako 0,7).e skumulowane spożycie pokarmu (g), f całkowite spożycie pokarmu w ciągu 24 godzin, g całkowite spożycie wody w ciągu 24 godzin (ml), h całkowite spożycie wody w ciągu 24 godzin, i skumulowany poziom aktywności (m) i j całkowity poziom aktywności (m/24h).).Myszy trzymano we wskazanej temperaturze przez 48 godzin.Dane pokazane dla 24, 26, 28 i 30°C odnoszą się do ostatnich 24 godzin każdego cyklu.Do końca badania myszom utrzymywano poziom 45% HFD.Istotność statystyczną sprawdzono za pomocą powtarzanych pomiarów jednokierunkowej ANOVA, a następnie testu wielokrotnych porównań Tukeya.Gwiazdki wskazują istotność dla początkowej wartości 22°C, cieniowanie oznacza istotność pomiędzy innymi grupami, jak wskazano. *P < 0,05, ***P < 0,001, ****P < 0,0001. *P < 0,05, ***P < 0,001, ****P < 0,0001. *Р<0,05, ***Р<0,001, ****Р<0,0001. *P<0,05, ***P<0,001, ****P<0,0001. *P < 0,05, *** P < 0,001, **** P < 0,0001. *P < 0,05, *** P < 0,001, **** P < 0,0001. *Р<0,05, ***Р<0,001, ****Р<0,0001. *P<0,05, ***P<0,001, ****P<0,0001.Obliczono wartości średnie dla całego okresu doświadczenia (0-192 godziny).n = 7.
W innej serii eksperymentów badaliśmy wpływ temperatury otoczenia na te same parametry, ale tym razem pomiędzy grupami myszy, które stale utrzymywano w określonej temperaturze.Myszy podzielono na cztery grupy, aby zminimalizować zmiany statystyczne w średniej i odchyleniu standardowym masy ciała, tkanki tłuszczowej i prawidłowej masy ciała (ryc. 3a – c).Po 7 dniach aklimatyzacji odnotowano 4,5 dnia EE.Na EE istotny wpływ ma temperatura otoczenia zarówno w dzień, jak i w nocy (rys. 3d), przy czym wzrasta ona liniowo wraz ze spadkiem temperatury od 27,5°C do 22°C (rys. 3e).W porównaniu z innymi grupami, RER grupy 25°C był nieco obniżony, a pomiędzy pozostałymi grupami nie było różnic (ryc. 3f,g).Spożycie pokarmu równolegle do wzorca EE wzrosło o około 30% w temperaturze 22°C w porównaniu do 30°C (ryc. 3h, i).Zużycie wody i poziomy aktywności nie różniły się istotnie pomiędzy grupami (ryc. 3j, k).Ekspozycja na różne temperatury przez okres do 33 dni nie doprowadziła do różnic w masie ciała, masie beztłuszczowej i masie tłuszczowej pomiędzy grupami (ryc. 3n-s), ale spowodowała spadek beztłuszczowej masy ciała o około 15% w porównaniu do grupy wyniki zgłaszane przez siebie (ryc. 3n-s).3b, r, c)), a masa tkanki tłuszczowej wzrosła ponad 2-krotnie (z ~1 g do 2–3 g, ryc. 3c, t, c).Niestety szafka 30°C zawiera błędy kalibracji i nie może zapewnić dokładnych danych EE i RER.
- Masa ciała (a), masa beztłuszczowa (b) i masa tłuszczowa (c) po 8 dniach (jeden dzień przed przeniesieniem do systemu SABLE).d Zużycie energii (kcal/h).e Średnie zużycie energii (0–108 godzin) w różnych temperaturach (kcal/24 godziny).f Współczynnik wymiany oddechowej (RER) (VCO2/VO2).g Średni RER (VCO2/VO2).h Całkowite spożycie pokarmu (g).i Średnie spożycie pokarmu (g/24 godziny).j Całkowite zużycie wody (ml).k Średnie zużycie wody (ml/24 h).l Skumulowany poziom aktywności (m).m Średni poziom aktywności (m/24 h).n masa ciała w 18 dniu, o zmiana masy ciała (od -8 do 18 dnia), p masa beztłuszczowa w 18 dniu, q zmiana masy beztłuszczowej (od -8 do 18 dnia), r masa tłuszczu w 18 dniu i zmianę masy tłuszczowej (od -8 do 18 dni).Istotność statystyczną powtarzanych pomiarów zbadano za pomocą Oneway-ANOVA, a następnie testu wielokrotnych porównań Tukeya. *P < 0,05, **P < 0,01, ***P < 0,001, ****P < 0,0001. *P < 0,05, **P < 0,01, ***P < 0,001, ****P < 0,0001. *P <0,05, **P <0,01, ***P <0,001, ****P <0,0001. *P<0,05, **P<0,01, ***P<0,001, ****P<0,0001. *P < 0,05, **P < 0,01, ***P < 0,001,****P < 0,0001. *P < 0,05, **P < 0,01, ***P < 0,001,****P < 0,0001. *P <0,05, **P <0,01, ***P <0,001, ****P <0,0001. *P<0,05, **P<0,01, ***P<0,001, ****P<0,0001.Dane przedstawiono jako średnią + błąd standardowy średniej, faza ciemna (18:00-06:00) jest reprezentowana przez szare prostokąty.Kropki na histogramach reprezentują poszczególne myszy.Obliczono wartości średnie dla całego okresu doświadczenia (0-108 godzin).n = 7.
Myszom dobrano masę ciała, masę beztłuszczową i masę tłuszczową na początku badania (ryc. 4a – c) i utrzymywano je w temperaturach 22, 25, 27,5 i 30°C, jak w badaniach na myszach o normalnej masie ciała..Porównując grupy myszy, związek między EE i temperaturą wykazał podobną liniową zależność od temperatury w czasie u tych samych myszy.Zatem myszy trzymane w temperaturze 22°C zużywały około 30% więcej energii niż myszy trzymane w temperaturze 30°C (ryc. 4d, e).Podczas badania skutków u zwierząt temperatura nie zawsze miała wpływ na RER (ryc. 4f, g).Temperatura nie miała istotnego wpływu na spożycie pokarmu, spożycie wody i aktywność (ryc. 4h – m).Po 33 dniach hodowli myszy w temperaturze 30°C miały znacznie większą masę ciała niż myszy w temperaturze 22°C (ryc. 4n).W porównaniu z odpowiednimi punktami wyjściowymi, myszy hodowane w temperaturze 30°C miały znacznie większą masę ciała niż myszy hodowane w temperaturze 22°C (średnia ± błąd standardowy średniej: ryc. 4o).Stosunkowo większy przyrost masy ciała wynikał ze wzrostu masy tłuszczowej (ryc. 4p, q), a nie wzrostu masy beztłuszczowej (ryc. 4r, s).Zgodnie z niższą wartością EE w 30°C, ekspresja kilku genów BAT, które zwiększają funkcję/aktywność BAT, została zmniejszona w 30°C w porównaniu z 22°C: Adra1a, Adrb3 i Prdm16.Nie miało to wpływu na inne kluczowe geny, które również zwiększają funkcję/aktywność BAT: Sema3a (regulacja wzrostu neurytów), Tfam (biogeneza mitochondriów), Adrb1, Adra2a, Pck1 (glukoneogeneza) i Cpt1a.Co zaskakujące, Ucp1 i Vegf-a, związane ze zwiększoną aktywnością termogeniczną, nie spadły w grupie otrzymującej 30°C.W rzeczywistości poziomy Ucp1 u trzech myszy były wyższe niż w grupie otrzymującej temperaturę 22°C, a Vegf-a i Adrb2 były znacznie podwyższone.W porównaniu z grupą otrzymującą 22 ° C, myszy utrzymywane w temperaturze 25 ° C i 27, 5 ° C nie wykazały żadnych zmian (rysunek uzupełniający 1).
- Masa ciała (a), masa beztłuszczowa (b) i masa tłuszczowa (c) po 9 dniach (jeden dzień przed przeniesieniem do systemu SABLE).d Zużycie energii (EE, kcal/h).e Średnie zużycie energii (0–96 godzin) w różnych temperaturach (kcal/24 godziny).f Stosunek wymiany oddechowej (RER, VCO2/VO2).g Średni RER (VCO2/VO2).h Całkowite spożycie pokarmu (g).i Średnie spożycie pokarmu (g/24 godziny).j Całkowite zużycie wody (ml).k Średnie zużycie wody (ml/24 h).l Skumulowany poziom aktywności (m).m Średni poziom aktywności (m/24 h).n Masa ciała w dniu 23 (g), o Zmiana masy ciała, p Masa beztłuszczowa, q Zmiana masy beztłuszczowej (g) w dniu 23 w porównaniu do dnia 9, Zmiana masy tłuszczu (g) w 23 dniu, tłuszcz masa (g) w porównaniu do dnia 8, dzień 23 w porównaniu do dnia -8.Istotność statystyczną powtarzanych pomiarów zbadano za pomocą Oneway-ANOVA, a następnie testu wielokrotnych porównań Tukeya. *P < 0,05, ***P < 0,001, ****P < 0,0001. *P < 0,05, ***P < 0,001, ****P < 0,0001. *Р<0,05, ***Р<0,001, ****Р<0,0001. *P<0,05, ***P<0,001, ****P<0,0001. *P < 0,05, *** P < 0,001, **** P < 0,0001. *P < 0,05, *** P < 0,001, **** P < 0,0001. *Р<0,05, ***Р<0,001, ****Р<0,0001. *P<0,05, ***P<0,001, ****P<0,0001.Dane przedstawiono jako średnią + błąd standardowy średniej, faza ciemna (18:00-06:00) jest reprezentowana przez szare prostokąty.Kropki na histogramach reprezentują poszczególne myszy.Wartości średnie obliczono dla całego okresu eksperymentu (0-96 godzin).n = 7.
Podobnie jak ludzie, myszy często tworzą mikrośrodowiska, aby zmniejszyć utratę ciepła do otoczenia.Aby określić ilościowo znaczenie tego środowiska dla EE, oceniliśmy EE w temperaturach 22, 25, 27,5 i 30 ° C, ze skórzanymi osłonami i materiałem do gniazdowania lub bez nich.W temperaturze 22°C dodatek standardowych skórek zmniejsza EE o około 4%.Późniejszy dodatek materiału zagnieżdżającego zmniejszył EE o 3–4% (ryc. 5a, b).Nie zaobserwowano znaczących zmian w RER, spożyciu pokarmu, poborze wody ani poziomach aktywności po dodaniu domów lub skór + ściółki (ryc. 5i – p).Dodatek skóry i materiału do zagnieżdżania również znacząco obniżył EE w temperaturach 25 i 30°C, ale reakcje były ilościowo mniejsze.W temperaturze 27,5°C nie zaobserwowano żadnej różnicy.Warto zauważyć, że w tych eksperymentach EE spadało wraz ze wzrostem temperatury, w tym przypadku o około 57% mniej niż EE w 30°C w porównaniu z 22°C (ryc. 5c – h).Tę samą analizę przeprowadzono tylko dla fazy lekkiej, gdzie EE było bliższe podstawowemu tempu metabolizmu, ponieważ w tym przypadku myszy głównie odpoczywały na skórze, co skutkowało porównywalną wielkością efektu w różnych temperaturach (rysunek uzupełniający 2a – h) .
Dane dla myszy ze schroniska i materiału do gniazdowania (ciemnoniebieski), domu, ale bez materiału do gniazdowania (jasnoniebieski) oraz materiału domostwa i gniazda (pomarańczowy).Zużycie energii (EE, kcal/h) dla pomieszczeń a, c, e i g przy 22, 25, 27,5 i 30 °C, b, d, f i h oznacza EE (kcal/h).ip Dane dla myszy trzymanych w temperaturze 22°C: i częstość oddechów (RER, VCO2/VO2), j średnia RER (VCO2/VO2), k skumulowane spożycie pokarmu (g), l średnie spożycie pokarmu (g/24 h), m całkowite spożycie wody (ml), n średnie spożycie wody AUC (ml/24h), o całkowita aktywność (m), p średni poziom aktywności (m/24h).Dane przedstawiono jako średnią + błąd standardowy średniej, faza ciemna (18:00-06:00) jest reprezentowana przez szare prostokąty.Kropki na histogramach reprezentują poszczególne myszy.Istotność statystyczną powtarzanych pomiarów zbadano za pomocą Oneway-ANOVA, a następnie testu wielokrotnych porównań Tukeya. *P < 0,05, **P < 0,01. *P < 0,05, **P < 0,01. *Р<0,05, **Р<0,01. *P<0,05, **P<0,01. *P < 0,05, **P < 0,01. *P < 0,05, **P < 0,01. *Р<0,05, **Р<0,01. *P<0,05, **P<0,01.Obliczono wartości średnie dla całego okresu doświadczenia (0-72 godziny).n = 7.
U myszy o normalnej wadze (2-3 godziny na czczo) chów w różnych temperaturach nie spowodował znaczących różnic w stężeniach TG, 3-HB, cholesterolu, ALT i AST w osoczu, ale HDL w funkcji temperatury.Rysunek 6a-e).Stężenia leptyny, insuliny, peptydu C i glukagonu w osoczu na czczo również nie różniły się między grupami (ryc. 6g – j).W dniu badania tolerancji glukozy (po 31 dniach w różnych temperaturach) wyjściowe stężenie glukozy we krwi (5-6 godzin na czczo) wynosiło około 6,5 mM, bez różnicy pomiędzy grupami. Doustne podanie glukozy zwiększało znacząco stężenie glukozy we krwi we wszystkich grupach, ale zarówno stężenie maksymalne, jak i przyrostowe pole pod krzywymi (iAUC) (15–120 min) były niższe w grupie myszy trzymanych w temperaturze 30°C (poszczególne punkty czasowe: P <0,05–P <0,0001, ryc. 6k, l) w porównaniu z myszami trzymanymi w temperaturach 22, 25 i 27,5°C (które nie różniły się między sobą). Doustne podanie glukozy zwiększało znacząco stężenie glukozy we krwi we wszystkich grupach, ale zarówno stężenie maksymalne, jak i przyrostowe pole pod krzywymi (iAUC) (15–120 min) były niższe w grupie myszy trzymanych w temperaturze 30°C (poszczególne punkty czasowe: P < 0,05–P <0,0001, ryc. 6k, l) w porównaniu z myszami trzymanymi w temperaturach 22, 25 i 27,5°C (które nie różniły się między sobą). Пероральное введение глюкозы значительно повышало концентрацию глюкозы в крови во всех группах, но к ак пиковая концентрация, так и площадь приращения под кривыми (iAUC) (15–120 min) были ниже в группе мышей, содержащихся при 30 °C (отдельные временные точки: P < 0,05–P < 0,0001, рис. 6k, l) по сравнению с мышами, содержащимися при 22, 25 i 27,5 ° C (которые не различались меж ду собой). Doustne podanie glukozy znacząco zwiększało stężenie glukozy we krwi we wszystkich grupach, ale zarówno stężenie maksymalne, jak i przyrostowe pole pod krzywymi (iAUC) (15–120 min) były niższe w grupie myszy otrzymujących temperaturę 30°C (oddzielne punkty czasowe: P < 0,05– P < 0,0001, ryc. 6k, l) w porównaniu z myszami trzymanymi w temperaturach 22, 25 i 27,5°C (które nie różniły się między sobą).Temperatura maksymalna下增加面积(iAUC) (15-120 分钟) 均较低（各个时间点: P < 0,05–P < 0,0001，图6k，l）与饲养在22、25 和27,5°C 的小鼠（彼此之间没有差异）相比。口服 葡萄糖 的 给 药 显着 了 所有组 的 血糖 浓度 但 在 在 在 30 ° C 饲养 小鼠组 中 , 浓度和 曲线 下 增加 面积 面积 (IAUC) (15-120 分钟) 均 较 低 各 个 点 点 点Temperatura: P < 0,05–P < 0,0001, 图6 k, l) 22, 25–27,5°C.Doustne podanie glukozy znacząco zwiększało stężenie glukozy we krwi we wszystkich grupach, ale zarówno stężenie maksymalne, jak i pole pod krzywą (iAUC) (15–120 min) były niższe w grupie myszy karmionych temperaturą 30°C (we wszystkich punktach czasowych).: P < 0,05–P < 0,0001, рис. : P < 0,05–P < 0,0001, ryc.6l, l) w porównaniu z myszami trzymanymi w temperaturach 22, 25 i 27,5°C (bez różnicy między sobą).
Stężenia TG, 3-HB, cholesterolu, HDL, ALT, AST, FFA, gliceryny, leptyny, insuliny, peptydu C i glukagonu w osoczu wykazano u dorosłych samców myszy DIO(al) po 33 dniach karmienia we wskazanej temperaturze .Myszy nie były karmione 2-3 godziny przed pobraniem krwi.Wyjątkiem był doustny test tolerancji glukozy, który przeprowadzono na dwa dni przed zakończeniem badania na myszach głodzonych przez 5-6 godzin i utrzymywanych w odpowiedniej temperaturze przez 31 dni.Myszy prowokowano dawką 2 g/kg masy ciała.Obszar pod danymi krzywej (L) jest wyrażany jako dane przyrostowe (iAUC).Dane przedstawiono jako średnią ± SEM.Kropki oznaczają poszczególne próbki. *P < 0,05, **P < 0,01, **P < 0,001, ****P < 0,0001, n = 7. *P < 0,05, **P < 0,01, **P < 0,001, ****P < 0,0001, n = 7. *P <0,05, **P <0,01, **P <0,001, ****P <0,0001, n = 7. *P<0,05, **P<0,01, **P<0,001, ****P<0,0001, n=7. *P < 0,05, **P < 0,01, **P < 0,001,****P < 0,0001, n = 7. *P < 0,05, **P < 0,01, **P < 0,001,****P < 0,0001, n = 7. *P <0,05, **P <0,01, **P <0,001, ****P <0,0001, n = 7. *P<0,05, **P<0,01, **P<0,001, ****P<0,0001, n=7.
U myszy DIO (również głodzonych przez 2-3 godziny) stężenia cholesterolu, HDL, ALT, AST i FFA w osoczu nie różniły się pomiędzy grupami.Zarówno TG, jak i glicerol były znacząco podwyższone w grupie, w której zastosowano temperaturę 30°C w porównaniu z grupą, w której zastosowano temperaturę 22°C (ryc. 7a – h).Natomiast pojemność 3 GB była o około 25% niższa w temperaturze 30°C w porównaniu do 22°C (rysunek 7b).Tak więc, chociaż myszy utrzymywane w temperaturze 22°C miały ogólny dodatni bilans energetyczny, na co wskazuje przyrost masy ciała, różnice w stężeniach TG, gliceryny i 3-HB w osoczu sugerują, że myszy w temperaturze 22°C, gdy pobieranie próbek było mniejsze niż w temperaturze 22°C C.°C.Myszy hodowane w temperaturze 30°C były w stosunkowo bardziej negatywnym stanie energetycznym.Zgodnie z tym, stężenia w wątrobie ekstrahowalnego glicerolu i TG, ale nie glikogenu i cholesterolu, były wyższe w grupie 30 ° C (rysunek uzupełniający 3a-d).Aby zbadać, czy zależne od temperatury różnice w lipolizie (mierzone za pomocą TG i glicerolu w osoczu) są wynikiem wewnętrznych zmian w tłuszczu najądrza lub pachwiny, pod koniec badania wyodrębniliśmy tkankę tłuszczową z tych zapasów i określiliśmy ilościowo wolne kwasy tłuszczowe ex życie.i uwalnianie gliceryny.We wszystkich grupach eksperymentalnych próbki tkanki tłuszczowej ze złogów najądrza i pachwiny wykazały co najmniej dwukrotny wzrost produkcji glicerolu i FFA w odpowiedzi na stymulację izoproterenolem (rysunek uzupełniający 4a – d).Jednakże nie stwierdzono wpływu temperatury otoczki na lipolizę podstawową lub stymulowaną izoproterenolem.W związku z większą masą ciała i masą tkanki tłuszczowej, poziom leptyny w osoczu był znacząco wyższy w grupie stosującej temperaturę 30°C niż w grupie otrzymującej temperaturę 22°C (ryc. 7i).Przeciwnie, poziomy insuliny i peptydu C w osoczu nie różniły się między grupami temperaturowymi (ryc. 7k, k), natomiast glukagon w osoczu wykazywał zależność od temperatury, ale w tym przypadku prawie 22°C w przeciwnej grupie porównywano dwukrotnie do 30°C.Z.Grupa C (ryc. 7l).FGF21 nie różnił się pomiędzy różnymi grupami temperaturowymi (ryc. 7m).W dniu OGTT wyjściowe stężenie glukozy we krwi wynosiło około 10 mM i nie różniło się pomiędzy myszami trzymanymi w różnych temperaturach (ryc. 7n).Doustne podanie glukozy zwiększało poziom glukozy we krwi i osiągał najwyższy poziom we wszystkich grupach przy stężeniu około 18 mM 15 minut po podaniu.Nie stwierdzono znaczących różnic w iAUC (15–120 min) i stężeniach w różnych punktach czasowych po podaniu dawki (15, 30, 60, 90 i 120 min) (ryc. 7n, o).
Stężenia TG, 3-HB, cholesterolu, HDL, ALT, AST, FFA, gliceryny, leptyny, insuliny, peptydu C, glukagonu i FGF21 w osoczu wykazano u dorosłych samców myszy DIO (ao) po 33 dniach karmienia.określona temperatura.Myszy nie były karmione 2-3 godziny przed pobraniem krwi.Wyjątek stanowił doustny test tolerancji glukozy, który wykonywano w dawce 2 g/kg masy ciała na dwa dni przed zakończeniem badania u myszy głodzonych przez 5–6 godzin i utrzymywanych w odpowiedniej temperaturze przez 31 dni.Obszar pod danymi krzywej (o) jest pokazany jako dane przyrostowe (iAUC).Dane przedstawiono jako średnią ± SEM.Kropki oznaczają poszczególne próbki. *P < 0,05, **P < 0,01, **P < 0,001, ****P < 0,0001, n = 7. *P < 0,05, **P < 0,01, **P < 0,001, ****P < 0,0001, n = 7. *P <0,05, **P <0,01, **P <0,001, ****P <0,0001, n = 7. *P<0,05, **P<0,01, **P<0,001, ****P<0,0001, n=7. *P < 0,05, **P < 0,01, **P < 0,001,****P < 0,0001, n = 7. *P < 0,05, **P < 0,01, **P < 0,001,****P < 0,0001, n = 7. *P <0,05, **P <0,01, **P <0,001, ****P <0,0001, n = 7. *P<0,05, **P<0,01, **P<0,001, ****P<0,0001, n=7.
Możliwość przenoszenia danych o gryzoniach na ludzi to złożona kwestia, która odgrywa kluczową rolę w interpretacji znaczenia obserwacji w kontekście badań fizjologicznych i farmakologicznych.Ze względów ekonomicznych i w celu ułatwienia badań myszy często trzyma się w temperaturze pokojowej poniżej ich strefy termoneutralnej, co powoduje aktywację różnych kompensacyjnych układów fizjologicznych, które zwiększają tempo metabolizmu i potencjalnie upośledzają translację9.Zatem narażenie myszy na zimno może uczynić myszy odpornymi na otyłość wywołaną dietą i może zapobiec hiperglikemii u szczurów leczonych streptozotocyną z powodu zwiększonego transportu glukozy niezależnego od insuliny.Nie jest jednak jasne, w jakim stopniu przedłużona ekspozycja na różne odpowiednie temperatury (od pokojowej do termoneutralnej) wpływa na różną homeostazę energetyczną myszy o prawidłowej masie ciała (na jedzeniu) i myszy DIO (na HFD) oraz parametry metaboliczne, a także w jakim stopniu do którego byli w stanie zrównoważyć wzrost EE ze wzrostem spożycia pokarmu.Badanie zaprezentowane w tym artykule ma na celu rozjaśnienie tego tematu.
Pokazujemy, że u dorosłych myszy o normalnej wadze i samców myszy DIO EE jest odwrotnie proporcjonalna do temperatury pokojowej pomiędzy 22 a 30°C.Zatem EE w temperaturze 22°C było o około 30% wyższe niż w temperaturze 30°C.w obu modelach myszy.Jednakże istotna różnica między myszami o normalnej wadze a myszami DIO polega na tym, że podczas gdy myszy o normalnej wadze dopasowywały EE w niższych temperaturach poprzez odpowiednie dostosowanie spożycia pokarmu, spożycie pokarmu u myszy DIO różniło się na różnych poziomach.Temperatury badania były podobne.Po miesiącu myszy DIO trzymane w temperaturze 30°C zyskały większą masę ciała i masę tłuszczu niż myszy trzymane w temperaturze 22°C, podczas gdy normalni ludzie trzymani w tej samej temperaturze i przez ten sam okres czasu nie doprowadzili do gorączki.zależna różnica masy ciała.myszy na wagę.W porównaniu z temperaturami bliskimi termoneutralnej lub temperaturą pokojową, wzrost w temperaturze pokojowej spowodował, że myszy DIO lub myszy o normalnej wadze na diecie wysokotłuszczowej, ale nie na diecie myszy o normalnej wadze, przybrały stosunkowo mniejszą wagę.ciało.Potwierdzone w innych badaniach17,18,19,20,21, ale nie we wszystkich22,23.
Przypuszcza się, że zdolność do tworzenia mikrośrodowiska w celu zmniejszenia utraty ciepła przesuwa neutralność termiczną w lewo8, 12. W naszym badaniu zarówno dodatek materiału do zagnieżdżania, jak i ukrywanie zmniejszyły EE, ale nie spowodowały neutralności termicznej do 28°C.Zatem nasze dane nie potwierdzają, że najniższy punkt termoneutralności u dorosłych myszy z jednym kolanem, w domach wzbogaconych środowiskowo lub bez nich, powinien wynosić 26–28°C, jak pokazano8,12, ale potwierdza to inne badania wykazujące termoneutralność.temperatury 30°C u myszy w najniższym punkcie7, 10, 24. Aby skomplikować sprawę, wykazano, że punkt termoneutralny u myszy nie jest statyczny w ciągu dnia, ponieważ jest niższy w fazie spoczynku (światła), prawdopodobnie z powodu niższej kaloryczności wytwarzana w wyniku termogenezy wywołanej aktywnością i dietą.Zatem w fazie jasnej dolny punkt neutralności termicznej okazuje się wynosić ~29°С, a w fazie ciemnej ~33°С25.
Ostatecznie związek między temperaturą otoczenia a całkowitym zużyciem energii zależy od rozpraszania ciepła.W tym kontekście stosunek pola powierzchni do objętości jest ważnym wyznacznikiem wrażliwości termicznej, wpływającym zarówno na rozpraszanie ciepła (powierzchnia), jak i wytwarzanie ciepła (objętość).Oprócz powierzchni o przenikaniu ciepła decyduje również izolacja (szybkość przenikania ciepła).U ludzi masa tłuszczowa może zmniejszyć utratę ciepła poprzez utworzenie bariery izolacyjnej wokół skorupy ciała i sugeruje się, że masa tłuszczowa jest również ważna dla izolacji termicznej u myszy, obniżając punkt termoneutralny i zmniejszając wrażliwość na temperaturę poniżej punktu neutralnego termicznie ( nachylenie krzywej).temperatura otoczenia w porównaniu do EE)12.Nasze badanie nie miało na celu bezpośredniej oceny tej domniemanej zależności, ponieważ dane dotyczące składu ciała zebrano 9 dni przed zebraniem danych dotyczących wydatków energetycznych, a masa tłuszczowa nie była stabilna przez cały okres badania.Ponieważ jednak myszy o normalnej wadze i myszy DIO mają o 30% niższy EE w temperaturze 30°C niż w 22°C pomimo co najmniej 5-krotnej różnicy w masie tłuszczu, nasze dane nie potwierdzają, że otyłość powinna zapewniać podstawową izolację.przynajmniej nie w badanym zakresie temperatur.Jest to zgodne z wynikami innych badań lepiej zaprojektowanych w tym celu4,24.W badaniach tych efekt izolacyjny otyłości był niewielki, ale stwierdzono, że futro zapewnia 30–50% całkowitej izolacji termicznej4,24.Jednakże u martwych myszy przewodność cieplna wzrosła o około 450% bezpośrednio po śmierci, co sugeruje, że działanie izolacyjne futra jest niezbędne do działania mechanizmów fizjologicznych, w tym zwężenia naczyń.Oprócz różnic gatunkowych w sierści myszy i ludzi, na słaby efekt izolacyjny otyłości u myszy mogą mieć również wpływ następujące czynniki: Na czynnik izolujący w postaci ludzkiej masy tłuszczowej wpływa głównie masa (grubość) tkanki tłuszczowej podskórnej26,27.Zwykle u gryzoni Mniej niż 20% całkowitego tłuszczu zwierzęcego28.Ponadto całkowita masa tłuszczu może nawet nie być suboptymalną miarą izolacji termicznej danej osoby, ponieważ argumentowano, że lepsza izolacja termiczna jest równoważona przez nieunikniony wzrost powierzchni (a tym samym zwiększoną utratę ciepła) w miarę wzrostu masy tłuszczowej..
U myszy o prawidłowej masie ciała stężenia TG, 3-HB, cholesterolu, HDL, ALT i AST w osoczu na czczo nie zmieniły się w różnych temperaturach przez prawie 5 tygodni, prawdopodobnie dlatego, że myszy znajdowały się w tym samym stanie bilansu energetycznego.miały taką samą masę ciała i skład ciała jak na koniec badania.Zgodnie z podobieństwem masy tłuszczowej, nie stwierdzono również różnic w poziomie leptyny w osoczu ani w stężeniu insuliny na czczo, peptydu C i glukagonu.Więcej sygnałów znaleziono u myszy DIO.Chociaż myszy trzymane w temperaturze 22°C również nie miały w tym stanie ogólnego ujemnego bilansu energetycznego (w miarę przyrostu masy ciała), pod koniec badania wykazywały stosunkowo większy niedobór energii w porównaniu z myszami hodowanymi w temperaturze 30°C, w takich warunkach jak wysokie ketony.produkcji przez organizm (3-GB) i zmniejszenie stężenia glicerolu i TG w osoczu.Jednakże zależne od temperatury różnice w lipolizie nie wydają się być wynikiem wewnętrznych zmian w tłuszczu najądrza lub pachwiny, takich jak zmiany w ekspresji lipazy reagującej na adipohormony, ponieważ FFA i glicerol uwalniane z tłuszczu ekstrahowanego z tych magazynów mieszczą się w zakresie od temperatury grupy są do siebie podobne.Chociaż w bieżącym badaniu nie badaliśmy napięcia współczulnego, inni odkryli, że jest ono liniowo powiązane z temperaturą otoczenia u myszy (na podstawie częstości akcji serca i średniego ciśnienia tętniczego) i jest w przybliżeniu niższe w temperaturze 30°C niż w 22°C 20% C Zatem zależne od temperatury różnice w napięciu współczulnym mogą odgrywać rolę w lipolizie w naszym badaniu, ale ponieważ wzrost napięcia współczulnego raczej stymuluje niż hamuje lipolizę, inne mechanizmy mogą przeciwdziałać temu spadkowi u hodowanych myszy.Potencjalna rola w rozkładzie tkanki tłuszczowej.Temperatura pokojowa.Co więcej, w części stymulującego działania napięcia współczulnego na lipolizę pośrednio pośredniczy silne hamowanie wydzielania insuliny, co podkreśla wpływ przerywania suplementacji insuliną na lipolizę30, ale w naszym badaniu wykazano, że napięcie współczulne insuliny w osoczu na czczo i peptydu C w różnych temperaturach były nie wystarczy, aby zmienić lipolizę.Zamiast tego odkryliśmy, że różnice w statusie energetycznym były najprawdopodobniej głównym czynnikiem przyczyniającym się do tych różnic u myszy DIO.Podstawowe przyczyny, które prowadzą do lepszej regulacji przyjmowania pokarmu za pomocą EE u myszy o normalnej wadze, wymagają dalszych badań.Ogólnie jednak spożycie pokarmu jest kontrolowane przez sygnały homeostatyczne i hedoniczne31,32,33.Chociaż toczy się debata na temat tego, który z tych dwóch sygnałów jest ilościowo ważniejszy,31,32,33 dobrze wiadomo, że długotrwałe spożywanie pokarmów wysokotłuszczowych prowadzi do zachowań żywieniowych opartych w większym stopniu na przyjemności, które w pewnym stopniu są niezwiązane homeostaza..– uregulowane spożycie żywności34,35,36.Dlatego zwiększone hedoniczne zachowanie żywieniowe myszy DIO leczonych 45% HFD może być jednym z powodów, dla których te myszy nie równoważyły spożycia pokarmu za pomocą EE.Co ciekawe, różnice w apetycie i hormonach regulujących poziom glukozy we krwi zaobserwowano również u myszy DIO z kontrolowaną temperaturą, ale nie u myszy o normalnej masie ciała.U myszy DIO poziom leptyny w osoczu wzrastał wraz z temperaturą, a poziom glukagonu spadał wraz z temperaturą.Stopień, w jakim temperatura może bezpośrednio wpływać na te różnice, zasługuje na dalsze badania, ale w przypadku leptyny względny ujemny bilans energetyczny, a co za tym idzie mniejsza masa tłuszczowa u myszy w temperaturze 22°C z pewnością odegrała ważną rolę, ponieważ masa tłuszczu i leptyna w osoczu są wysoce skorelowane37.Jednak interpretacja sygnału glukagonu jest bardziej zagadkowa.Podobnie jak w przypadku insuliny, wydzielanie glukagonu było silnie hamowane przez wzrost napięcia współczulnego, ale przewidywano, że najwyższy ton współczulny występował w grupie otrzymującej temperaturę 22°C, która miała najwyższe stężenie glukagonu w osoczu.Insulina jest kolejnym silnym regulatorem glukagonu w osoczu, a insulinooporność i cukrzyca typu 2 są silnie powiązane z hiperglukagonemią na czczo i poposiłkową 38,39.Jednakże myszy DIO w naszym badaniu były również niewrażliwe na insulinę, zatem nie mogło to być głównym czynnikiem wzrostu sygnalizacji glukagonu w grupie otrzymującej 22°C.Zawartość tłuszczu w wątrobie jest również dodatnio powiązana ze wzrostem stężenia glukagonu w osoczu, czego mechanizmy z kolei mogą obejmować oporność na glukagon w wątrobie, zmniejszoną produkcję mocznika, zwiększone stężenie aminokwasów w krążeniu i zwiększone wydzielanie glukagonu stymulowane aminokwasami40,41, 42.Ponieważ jednak w naszym badaniu ekstrahowalne stężenia glicerolu i TG nie różniły się pomiędzy grupami temperaturowymi, nie mogło to również być potencjalnym czynnikiem wzrostu stężeń w osoczu w grupie otrzymującej temperaturę 22°C.Trójjodotyronina (T3) odgrywa kluczową rolę w ogólnym tempie metabolizmu i inicjowaniu obrony metabolicznej przed hipotermią43,44.Zatem stężenie T3 w osoczu, prawdopodobnie kontrolowane przez mechanizmy ośrodkowe,45,46 wzrasta zarówno u myszy, jak i u ludzi w warunkach mniej niż termoneutralnych,47 chociaż wzrost u ludzi jest mniejszy, co jest bardziej predysponowane do myszy.Jest to zgodne ze stratą ciepła do otoczenia.W bieżącym badaniu nie mierzyliśmy stężeń T3 w osoczu, ale stężenia mogły być niższe w grupie otrzymującej temperaturę 30°C, co może wyjaśniać wpływ tej grupy na poziomy glukagonu w osoczu, ponieważ my (zaktualizowaliśmy Ryc. 5a) i inni wykazaliśmy, że T3 zwiększa glukagon w osoczu w sposób zależny od dawki.Donoszono, że hormony tarczycy indukują ekspresję FGF21 w wątrobie.Podobnie jak glukagon, stężenia FGF21 w osoczu również wzrosły wraz ze stężeniami T3 w osoczu (dodatkowa ryc. 5b i ref. 48), ale w porównaniu z glukagonem, temperatura nie miała wpływu na stężenia FGF21 w osoczu w naszym badaniu.Podstawowe przyczyny tej rozbieżności wymagają dalszych badań, ale indukcja FGF21 sterowana przez T3 powinna wystąpić przy wyższych poziomach ekspozycji na T3 w porównaniu z obserwowaną odpowiedzią glukagonu sterowaną przez T3 (rysunek uzupełniający 5b).
Wykazano, że HFD jest silnie powiązana z upośledzoną tolerancją glukozy i insulinoopornością (markery) u myszy hodowanych w temperaturze 22°C.Jednakże HFD nie wiązało się z upośledzoną tolerancją glukozy ani insulinoopornością w przypadku hodowli w środowisku termoneutralnym (tutaj zdefiniowanym jako 28°C) 19 .W naszym badaniu tej zależności nie powtórzono u myszy DIO, ale myszy o prawidłowej masie ciała utrzymywane w temperaturze 30°C znacznie poprawiły tolerancję glukozy.Przyczyna tej różnicy wymaga dalszych badań, ale może mieć na nią wpływ fakt, że myszy DIO w naszym badaniu były insulinooporne, a stężenia peptydu C w osoczu na czczo i stężenia insuliny były 12–20 razy wyższe niż u myszy o normalnej wadze.i we krwi na czczo.stężenie glukozy około 10 mM (około 6 mM przy normalnej masie ciała), co wydaje się pozostawiać małe okno dla jakichkolwiek potencjalnych korzystnych skutków ekspozycji na warunki termoneutralne w celu poprawy tolerancji glukozy.Możliwym czynnikiem dezorientującym jest to, że ze względów praktycznych OGTT przeprowadza się w temperaturze pokojowej.Zatem myszy trzymane w wyższych temperaturach doświadczyły łagodnego szoku zimnego, który może wpływać na wchłanianie/klirens glukozy.Jednak biorąc pod uwagę podobne stężenia glukozy we krwi na czczo w różnych grupach temperatur, zmiany temperatury otoczenia mogą nie mieć istotnego wpływu na wyniki.
Jak wspomniano wcześniej, ostatnio podkreślono, że zwiększenie temperatury w pomieszczeniu może osłabić niektóre reakcje na stres związany z zimnem, co może postawić pod znakiem zapytania możliwość przenoszenia danych uzyskanych od myszy na ludzi.Nie jest jednak jasne, jaka jest optymalna temperatura, w której myszy mogą naśladować fizjologię człowieka.Na odpowiedź na to pytanie może mieć również wpływ kierunek studiów i badany punkt końcowy.Przykładem tego jest wpływ diety na odkładanie się tłuszczu w wątrobie, tolerancję glukozy i insulinooporność19.Jeśli chodzi o wydatek energetyczny, niektórzy badacze uważają, że optymalną temperaturą do odchowu jest termoneutralność, ponieważ ludzie potrzebują niewielkiej dodatkowej energii do utrzymania temperatury ciała, a temperaturę jednego okrążenia dla dorosłych myszy definiują jako 30°C7,10.Inni badacze uważają, że temperatura porównywalna do tej, której zwykle doświadczają ludzie z dorosłymi myszami na jednym kolanie, wynosi 23–25°C, ponieważ odkryli, że termoneutralność wynosi 26–28°C, a w przypadku ludzi niższa o około 3°C.ich dolna temperatura krytyczna, określona tutaj jako 23°C, wynosi nieco 8,12.Nasze badanie jest spójne z kilkoma innymi badaniami, które stwierdzają, że neutralności termicznej nie osiąga się w temperaturach 26-28°C4, 7, 10, 11, 24, 25, co wskazuje, że 23-25°C jest zbyt niskie.Innym ważnym czynnikiem, który należy wziąć pod uwagę w odniesieniu do temperatury pokojowej i termoneutralności u myszy, jest trzymanie myszy w pojedynkę lub w grupie.Kiedy myszy trzymano w grupach, a nie indywidualnie, jak w naszym badaniu, wrażliwość na temperaturę zmniejszała się, prawdopodobnie z powodu stłoczenia zwierząt.Jednakże temperatura pokojowa nadal utrzymywała się poniżej LTL wynoszącej 25, gdy stosowano trzy grupy.Być może najważniejszą różnicą międzygatunkową w tym zakresie jest ilościowe znaczenie działania BAT jako obrony przed hipotermią.Tak więc, chociaż myszy w dużej mierze kompensowały większą utratę kalorii poprzez zwiększenie aktywności BAT, która wynosi ponad 60% EE w samej temperaturze 5°C,51,52 wkład ludzkiej aktywności BAT w EE był znacznie wyższy, znacznie mniejszy.Dlatego ograniczenie aktywności BAT może być ważnym sposobem na zwiększenie tłumaczenia ludzkiego.Regulacja aktywności BAT jest złożona, ale często pośredniczą w niej połączone efekty stymulacji adrenergicznej, hormonów tarczycy i ekspresji UCP114,54,55,56,57.Nasze dane wskazują, że należy podnieść temperaturę powyżej 27,5°C w porównaniu z myszami wynoszącymi 22°C, aby wykryć różnice w ekspresji genów BAT odpowiedzialnych za funkcję/aktywację.Jednakże różnice stwierdzone pomiędzy grupami w temperaturze 30 i 22°C nie zawsze wskazywały na wzrost aktywności BAT w grupie o temperaturze 22°C, ponieważ Ucp1, Adrb2 i Vegf-a były obniżone w grupie o temperaturze 22°C.Główna przyczyna tych nieoczekiwanych wyników pozostaje do ustalenia.Jedną z możliwości jest to, że ich zwiększona ekspresja może nie odzwierciedlać sygnału podwyższonej temperatury pokojowej, ale raczej ostry efekt przeniesienia ich z 30°C do 22°C w dniu usunięcia (myszy doświadczyły tego 5-10 minut przed startem). .).
Ogólnym ograniczeniem naszego badania jest to, że badaliśmy tylko samce myszy.Inne badania sugerują, że płeć może być ważnym czynnikiem w naszych głównych wskazaniach, ponieważ samice myszy z jednym kolanem są bardziej wrażliwe na temperaturę ze względu na wyższą przewodność cieplną i utrzymywanie ściślej kontrolowanej temperatury rdzenia.Ponadto samice myszy (na HFD) wykazały większy związek spożycia energii z EE w temperaturze 30°C w porównaniu z samcami myszy, które spożywały więcej myszy tej samej płci (w tym przypadku 20°C) 20 .Zatem u samic myszy wpływ zawartości subtermonetralnej jest wyższy, ale ma taki sam wzór jak u samców myszy.W naszym badaniu skupiliśmy się na samcach myszy z jednym kolanem, ponieważ w takich warunkach przeprowadza się większość badań metabolicznych oceniających EE.Kolejnym ograniczeniem naszego badania było to, że myszy przez cały czas stosowały tę samą dietę, co wykluczało zbadanie znaczenia temperatury pokojowej dla elastyczności metabolicznej (mierzonej zmianami RER dla zmian w diecie w różnych składach makroskładników odżywczych).u samic i samców myszy trzymanych w temperaturze 20°C w porównaniu z odpowiednimi myszami trzymanymi w temperaturze 30°C.
Podsumowując, nasze badanie pokazuje, że podobnie jak w innych badaniach, myszy z prawidłową masą ciała w pierwszym okrążeniu są termoneutralne w temperaturze powyżej przewidywanej temperatury 27,5°C.Ponadto nasze badanie pokazuje, że otyłość nie jest głównym czynnikiem izolującym u myszy z prawidłową masą ciała lub DIO, co skutkuje podobnym stosunkiem temperatury do EE u myszy DIO i myszy o normalnej masie ciała.Podczas gdy spożycie pokarmu u myszy o normalnej wadze było zgodne z EE i w ten sposób utrzymywało stabilną masę ciała w całym zakresie temperatur, spożycie pokarmu u myszy DIO było takie samo w różnych temperaturach, co skutkowało wyższym odsetkiem myszy w temperaturze 30°C .w temperaturze 22°C przybierały większą masę ciała.Ogólnie rzecz biorąc, systematyczne badania sprawdzające potencjalne znaczenie życia w temperaturach poniżej neutralnej termicznie są uzasadnione ze względu na często obserwowaną słabą tolerancję w badaniach na myszach i ludziach.Na przykład w badaniach nad otyłością częściowe wyjaśnienie ogólnie gorszej tłumaczalności może wynikać z faktu, że badania utraty masy ciała u myszy są zwykle przeprowadzane na zwierzętach umiarkowanie zestresowanych zimnem, trzymanych w temperaturze pokojowej ze względu na ich zwiększone EE.Nadmierna utrata masy ciała w stosunku do oczekiwanej masy ciała człowieka, zwłaszcza jeśli mechanizm działania polega na zwiększeniu EE poprzez zwiększenie aktywności BAP, który jest bardziej aktywny i aktywowany w temperaturze pokojowej niż w 30°C.
Zgodnie z duńską ustawą o eksperymentach na zwierzętach (1987) i Narodowym Instytutem Zdrowia (publikacja nr 85-23) oraz Europejską Konwencją o ochronie kręgowców wykorzystywanych do celów doświadczalnych i innych celów naukowych (Rada Europy nr 123, Strasburg , 1985).
Dwudziestotygodniowe samce myszy C57BL/6J otrzymano od Janvier Saint Berthevin Cedex, Francja i podano im standardową karmę ad libitum (Altromin 1324) i wodę (~22°C) po cyklu światło:ciemność 12:12 godzin.temperatura pokojowa.Samce myszy DIO (20 tygodni) otrzymano od tego samego dostawcy i dano im swobodny dostęp do diety o zawartości 45% tłuszczu (nr kat. D12451, Research Diet Inc., NJ, USA) i wody w warunkach hodowli.Myszy przystosowywano do środowiska na tydzień przed rozpoczęciem badania.Dwa dni przed przeniesieniem do systemu kalorymetrii pośredniej myszy zważono, poddano skanowaniu MRI (EchoMRITM, TX, USA) i podzielono na cztery grupy odpowiadające masie ciała, tłuszczu i prawidłowej masie ciała.
Graficzny diagram projektu badania przedstawiono na Rycinie 8. Myszy przeniesiono do zamkniętego i kontrolowanego temperaturowo systemu kalorymetrii pośredniej w Sable Systems Internationals (Nevada, USA), który obejmował monitory jakości żywności i wody oraz ramę Promethion BZ1, która rejestrowała poziomy aktywności poprzez pomiar pęknięć belek.XYZ.Myszy (n = 8) trzymano indywidualnie w temperaturze 22, 25, 27,5 lub 30°C, stosując ściółkę, ale bez schronienia i materiału do budowy gniazd, w cyklu światło:ciemność trwającym 12:12 godzin (światło: 06:00–18:00). .2500ml/min.Myszy aklimatyzowano przez 7 dni przed rejestracją.Nagrania zbierano cztery dni z rzędu.Następnie myszy trzymano w odpowiednich temperaturach 25, 27,5 i 30°C przez dodatkowe 12 dni, po czym dodano koncentraty komórkowe w sposób opisany poniżej.W międzyczasie grupy myszy trzymane w temperaturze 22°C utrzymywano w tej temperaturze przez kolejne dwa dni (w celu zebrania nowych danych wyjściowych), a następnie na początku fazy świetlnej temperaturę zwiększano o 2°C co drugi dzień ( 06:00) aż do osiągnięcia 30°C. Następnie temperaturę obniżono do 22°C i zbierano dane przez kolejne dwa dni.Po dwóch dodatkowych dniach rejestracji w temperaturze 22°C do wszystkich komórek dodano skórki we wszystkich temperaturach i rozpoczynano zbieranie danych drugiego dnia (dzień 17) i przez trzy dni.Następnie (dzień 20) do wszystkich komórek dodano materiał do zagnieżdżania (8-10 g) na początku cyklu świetlnego (06:00) i dane zbierano przez kolejne trzy dni.Zatem pod koniec badania myszy trzymane w temperaturze 22°C trzymano w tej temperaturze przez 21/33 dni i w 22°C przez ostatnie 8 dni, podczas gdy myszy w innych temperaturach trzymano w tej temperaturze przez 33 dni./33 dni.Myszy karmiono w okresie badania.
Myszy o normalnej wadze i myszy DIO postępowały zgodnie z tymi samymi procedurami badawczymi.W dniu -9 myszy zważono, wykonano skan MRI i podzielono na grupy porównywalne pod względem masy ciała i składu ciała.W dniu -7 myszy przeniesiono do zamkniętego systemu kalorymetrii pośredniej o kontrolowanej temperaturze, wyprodukowanego przez SABLE Systems International (Nevada, USA).Myszy trzymano pojedynczo, z ściółką, ale bez materiałów do budowy gniazd i schronienia.Temperatura jest ustawiona na 22, 25, 27,5 lub 30°C.Po tygodniu aklimatyzacji (dni -7 do 0, zwierzętom nie przeszkadzano) zbierano dane z czterech kolejnych dni (dni 0-4, dane pokazane na FIGURACH 1, 2, 5).Następnie myszy trzymane w temperaturach 25, 27,5 i 30°C trzymano w stałych warunkach aż do 17 dnia.Jednocześnie w grupie 22°C podwyższano temperaturę w odstępach co 2°C co drugi dzień, regulując cykl temperaturowy (06:00) na początku ekspozycji na światło (dane przedstawiono na rys. 1). .W dniu 15 temperatura spadła do 22°C i zebrano dane z dwóch dni w celu dostarczenia danych wyjściowych dla kolejnych zabiegów.Skóry dodano do wszystkich myszy w dniu 17, a materiał do zagnieżdżania dodano w dniu 20 (ryc. 5).23 dnia myszy zważono i poddano skanowaniu MRI, a następnie pozostawiono w spokoju na 24 godziny.24. dnia myszy głodzono od początku fotoperiodu (06:00) i otrzymywały OGTT (2 g/kg) o 12:00 (6-7 godzin postu).Następnie myszy przywrócono do odpowiednich warunków SABLE i uśmiercono drugiego dnia (dzień 25).
Myszy DIO (n = 8) postępowały zgodnie z tym samym protokołem, co myszy o normalnej wadze (jak opisano powyżej i na Figurze 8).Myszy utrzymywały 45% HFD przez cały eksperyment dotyczący wydatkowania energii.
Rejestrowano VO2 i VCO2 oraz ciśnienie pary wodnej z częstotliwością 1 Hz przy stałej czasowej ogniwa wynoszącej 2,5 min.Spożyte jedzenie i wodę zbierano poprzez ciągłą rejestrację (1 Hz) masy wiader z karmą i wodą.Zastosowany monitor jakości zgłosił rozdzielczość 0,002 g.Poziomy aktywności rejestrowano za pomocą monitora z matrycą wiązek 3D XYZ, dane zbierano przy wewnętrznej rozdzielczości 240 Hz i raportowano co sekundę w celu ilościowego określenia całkowitej przebytej odległości (m) przy efektywnej rozdzielczości przestrzennej 0,25 cm.Dane przetworzono za pomocą Sable Systems Macro Interpreter v.2.41, obliczając EE i RER oraz odfiltrowując wartości odstające (np. fałszywe posiłki).Interpreter makr jest skonfigurowany tak, aby wysyłać dane dla wszystkich parametrów co pięć minut.
Oprócz regulowania EE, temperatura otoczenia może również regulować inne aspekty metabolizmu, w tym poposiłkowy metabolizm glukozy, regulując wydzielanie hormonów metabolizujących glukozę.Aby przetestować tę hipotezę, w końcu zakończyliśmy badanie temperatury ciała, prowokując myszy o normalnej wadze doustnym obciążeniem glukozą DIO (2 g/kg).Metody opisano szczegółowo w materiałach dodatkowych.
Pod koniec badania (dzień 25) myszy głodzono przez 2-3 godziny (począwszy od 06:00), znieczulano izofluranem i całkowicie wykrwawiano przez wkłucie żyły zaoczodołowej.Kwantyfikację lipidów w osoczu oraz hormonów i lipidów w wątrobie opisano w materiałach uzupełniających.
Aby zbadać, czy temperatura skorupy powoduje wewnętrzne zmiany w tkance tłuszczowej wpływające na lipolizę, tkankę tłuszczową pachwinową i najądrzową wycięto bezpośrednio od myszy po ostatnim etapie krwawienia.Tkanki poddano obróbce przy użyciu nowo opracowanego testu lipolizy ex vivo opisanego w metodach uzupełniających.
W dniu zakończenia badania pobrano brunatną tkankę tłuszczową (BAT) i poddano ją obróbce zgodnie z opisem w metodach uzupełniających.
Dane przedstawiono jako średnią ± SEM.Wykresy utworzono w programie GraphPad Prism 9 (La Jolla, Kalifornia), a grafikę edytowano w programie Adobe Illustrator (Adobe Systems Incorporated, San Jose, Kalifornia).Istotność statystyczną oceniano w programie GraphPad Prism i testowano za pomocą testu t dla par, powtarzanych pomiarów jednokierunkowej/dwuczynnikowej ANOVA, a następnie testu wielokrotnych porównań Tukeya lub niesparowanej jednoczynnikowej ANOVA, a następnie, w razie potrzeby, testu wielokrotnych porównań Tukeya.Przed badaniem rozkład Gaussa danych został potwierdzony testem normalności D'Agostino-Pearsona.Wielkość próby podana jest w odpowiedniej sekcji sekcji „Wyniki” oraz w legendzie.Powtórzenie definiuje się jako dowolny pomiar wykonany na tym samym zwierzęciu (in vivo lub na próbce tkanki).Jeśli chodzi o odtwarzalność danych, w czterech niezależnych badaniach z udziałem różnych myszy o podobnym planie badania wykazano związek między wydatkiem energii a temperaturą przypadku.
Szczegółowe protokoły eksperymentalne, materiały i surowe dane są dostępne na uzasadnioną prośbę głównego autora Rune E. Kuhre.W badaniu tym nie wygenerowano nowych unikalnych odczynników, linii zwierząt transgenicznych/komórkowych ani danych dotyczących sekwencjonowania.
Więcej informacji na temat projektu badania można znaleźć w streszczeniu raportu z badań przyrodniczych, do którego link znajduje się w tym artykule.
Wszystkie dane tworzą wykres.1-7 zostały zdeponowane w repozytorium bazy danych Science, numer dostępu: 1253.11.sciencedb.02284 lub https://doi.org/10.57760/sciencedb.02284.Dane pokazane w ESM mogą zostać przesłane do Rune E Kuhre po odpowiednich testach.
Nilsson, C., Raun, K., Yan, FF, Larsen, MO i Tang-Christensen, M. Zwierzęta laboratoryjne jako zastępcze modele ludzkiej otyłości. Nilsson, C., Raun, K., Yan, FF, Larsen, MO i Tang-Christensen, M. Zwierzęta laboratoryjne jako zastępcze modele ludzkiej otyłości.Nilsson K, Raun K, Yang FF, Larsen MO.i Tang-Christensen M. Zwierzęta laboratoryjne jako zastępcze modele ludzkiej otyłości. Nilsson, C., Raun, K., Yan, FF, Larsen, MO i Tang-Christensen, M. 实验动物作为人类肥胖的替代模型. Nilsson, C., Raun, K., Yan, FF, Larsen, MO i Tang-Christensen, M. Zwierzęta eksperymentalne jako model zastępczy dla ludzi.Nilsson K, Raun K, Yang FF, Larsen MO.i Tang-Christensen M. Zwierzęta laboratoryjne jako zastępcze modele otyłości u ludzi.Acta Farmakologia.zbrodnia 33, 173–181 (2012).
Gilpin, DA Obliczenie nowej stałej Mie i eksperymentalne określenie wielkości oparzenia.Burns 22, 607–611 (1996).
Gordon, SJ System termoregulacji myszy: jego implikacje dla przekazywania danych biomedycznych ludziom.fizjologia.Zachowanie.179, 55-66 (2017).
Fischer, AW, Csikasz, RI, von Essen, G., Cannon, B. i Nedergaard, J. Brak izolującego efektu otyłości. Fischer, AW, Csikasz, RI, von Essen, G., Cannon, B. i Nedergaard, J. Brak izolującego efektu otyłości.Fischer AW, Chikash RI, von Essen G., Cannon B. i Nedergaard J. Brak efektu izolacji otyłości. Fischer, AW, Csikasz, RI, von Essen, G., Cannon, B. & Nedergaard, J. 肥胖没有绝缘作用. Fischer, AW, Csikasz, RI, von Essen, G., Cannon, B. i Nedergaard, J. Fischer, AW, Csikasz, RI, von Essen, G., Cannon, B. & Nedergaard, J. Ожирение не имеет изолирующего эффекта. Fischer, AW, Csikasz, RI, von Essen, G., Cannon, B. i Nedergaard, J. Otyłość nie ma efektu izolującego.Tak.J. Fizjologia.dokrewny.metabolizm.311, E202–E213 (2016).
Lee, P. i in.Dostosowana do temperatury brązowa tkanka tłuszczowa moduluje wrażliwość na insulinę.Cukrzyca 63, 3686–3698 (2014).
Nakhon, KJ i in.Niższa temperatura krytyczna i termogeneza wywołana zimnem były odwrotnie proporcjonalne do masy ciała i podstawowego tempa metabolizmu u osób szczupłych i z nadwagą.J. Serdecznie.biologia.69, 238–248 (2017).
Fischer, AW, Cannon, B. i Nedergaard, J. Optymalne temperatury w pomieszczeniach dla myszy naśladujące środowisko termiczne człowieka: badanie eksperymentalne. Fischer, AW, Cannon, B. i Nedergaard, J. Optymalne temperatury w pomieszczeniach dla myszy naśladujące środowisko termiczne człowieka: badanie eksperymentalne.Fischer, AW, Cannon, B. i Nedergaard, J. Optymalne temperatury w domu dla myszy naśladujące ludzkie środowisko termiczne: badanie eksperymentalne. Fischer, AW, Cannon, B. & Nedergaard, J. 小鼠模拟人类热环境的最佳住房温度:一项实验研究。 Fischer, AW, Cannon, B. i Nedergaard, J.Fisher AW, Cannon B. i Nedergaard J. Optymalna temperatura w pomieszczeniu dla myszy symulujących ludzkie środowisko termiczne: badanie eksperymentalne.Moore'a.metabolizm.7, 161–170 (2018).
Keijer, J., Li, M. i Speakman, JR Jaka jest najlepsza temperatura w pomieszczeniu do przeniesienia eksperymentów na myszach na ludzi? Keijer, J., Li, M. i Speakman, JR Jaka jest najlepsza temperatura w pomieszczeniu do przeniesienia eksperymentów na myszach na ludzi?Keyer J, Lee M i Speakman JR Jaka jest najlepsza temperatura pokojowa do przenoszenia doświadczeń na myszach na ludzi? Keijer, J., Li, M. i Speakman, JR 将小鼠实验转化为人类的最佳外壳温度是多少？ Keijer, J., Li, M. i Speakman, JRKeyer J, Lee M i Speakman JR Jaka jest optymalna temperatura skorupy do przeniesienia eksperymentów na myszach na ludzi?Moore'a.metabolizm.25, 168–176 (2019).
Seeley, RJ i MacDougald, OA Myszy jako modele eksperymentalne fizjologii człowieka: gdy liczy się kilka stopni temperatury w pomieszczeniu. Seeley, RJ i MacDougald, OA Myszy jako modele eksperymentalne fizjologii człowieka: gdy liczy się kilka stopni temperatury w pomieszczeniu. Seeley, RJ & MacDougald, OA Мыши как экспериментальные модели для физиологии человека: когда несколько градусов в жилище имеют значение. Seeley, RJ i MacDougald, OA Myszy jako modele eksperymentalne fizjologii człowieka: kiedy kilka stopni w mieszkaniu robi różnicę. Seeley, RJ & MacDougald, OA Informacje o produkcie Seeley, RJ i MacDougald, OA Мыши Seeley, RJ & MacDougald, OA как экспериментальная модель физиологии человека: когда несколько градусов температуры в помещении имеют значение. Myszy Seeley, RJ i MacDougald, OA jako eksperymentalny model fizjologii człowieka: gdy liczy się kilka stopni temperatury pokojowej.Metabolizm narodowy.3, 443–445 (2021).
Fischer, AW, Cannon, B. i Nedergaard, J. Odpowiedź na pytanie „Jaka jest najlepsza temperatura otoczenia do przeniesienia eksperymentów na myszach na ludzi?” Fischer, AW, Cannon, B. i Nedergaard, J. Odpowiedź na pytanie „Jaka jest najlepsza temperatura otoczenia do przeniesienia eksperymentów na myszach na ludzi?” Fischer, AW, Cannon, B. & Nedergaard, J. Odpowiedź na pytanie „Jaka jest najlepsza temperatura pokojowa do przenoszenia eksperymentów na myszach na ludzi?” Fischer, AW, Cannon, B. & Nedergaard, J. 问题的答案„将小鼠实验转化为人类的最佳外壳温度是多少？” Fischer, AW, Cannon, B. i Nedergaard, J.Fisher AW, Cannon B. i Nedergaard J. Odpowiedzi na pytanie „Jaka jest optymalna temperatura skorupy do przeniesienia doświadczeń na myszach na ludzi?”Tak: termoneutralny.Moore'a.metabolizm.26, 1-3 (2019).
Czas publikacji: 28 października 2022 r
