Dziękujemy za odwiedzenie Nature.com. Wersja przeglądarki, której używasz, ma ograniczoną obsługę CSS. Aby uzyskać najlepsze wrażenia, zalecamy korzystanie z zaktualizowanej przeglądarki (lub wyłączeniem trybu kompatybilności w Internet Explorer). W międzyczasie, aby zapewnić dalsze wsparcie, renderujemy witrynę bez stylów i JavaScript.
Większość badań metabolicznych u myszy przeprowadza się w temperaturze pokojowej, chociaż w tych warunkach, w przeciwieństwie do ludzi, myszy wydają dużo energii utrzymującej temperaturę wewnętrzną. Tutaj opisujemy normalną wagę i otyłość indukowaną dietą (DIO) u myszy C57BL/6J karmionych odpowiednio chowem lub 45% diety o wysokiej zawartości tłuszczu. Myszy umieszczono na 33 dni w 22, 25, 27,5 i 30 ° C w systemie pośredniej kalorymetrii. Pokazujemy, że wydatki energetyczne rosną liniowo z 30 ° C do 22 ° C i jest o około 30% wyższy w 22 ° C w obu modelach myszy. U myszy o normalnej masie spożycie pokarmu przeciwdziałało EE. I odwrotnie, myszy DIO nie zmniejszały spożycia pokarmu, gdy EE zmniejszyło się. Zatem pod koniec badania myszy w 30 ° C miały wyższą masę ciała, masę tłuszczu i glicerolu w osoczu i trójglicerydy niż myszy w 22 ° C. Nierównowaga u myszy DIO może być spowodowana zwiększoną dietą opartą na przyjemności.
Mysz jest najczęściej stosowanym modelem zwierząt do badania fizjologii ludzkiej i patofizjologii i jest często domyślnym zwierzęciem stosowanym we wczesnych stadiach odkrywania i rozwoju leków. Jednak myszy różnią się od ludzi na kilka ważnych sposobów fizjologicznych i chociaż skalowanie allometryczne można w pewnym stopniu zastosować do przełożenia na ludzi, ogromne różnice między myszami a ludźmi leżą w homeostazie termoregulacji i energii. To pokazuje podstawową niespójność. Średnia masa ciała dorosłych myszy jest co najmniej tysiąc razy mniejsza niż u dorosłych (50 g vs. 50 kg), a stosunek powierzchni do masy różni się około 400 razy z powodu nieliniowej transformacji geometrycznej opisanej przez MEE . Równanie 2. W rezultacie myszy tracą znacznie więcej ciepła w stosunku do ich objętości, więc są bardziej wrażliwe na temperaturę, bardziej podatne na hipotermię i mają średnią podstawową szybkość metabolizmu dziesięć razy wyższą niż u ludzi. W standardowej temperaturze pokojowej (~ 22 ° C) myszy muszą zwiększyć całkowity wydatkowanie energii (EE) o około 30%, aby utrzymać temperaturę ciała. W niższych temperaturach EE wzrasta jeszcze bardziej o około 50% i 100% przy 15 i 7 ° C w porównaniu z EE w 22 ° C. Zatem standardowe warunki mieszkaniowe indukują reakcję na stres zimny, która może zagrozić przenoszeniu wyników myszy dla ludzi, ponieważ ludzie mieszkający we współczesnych społeczeństwach spędzają większość czasu w warunkach termoneustrycznych (ponieważ nasze niższe powierzchnie powierzchni do objętości czyni nas mniej wrażliwymi Temperatura, gdy tworzymy strefa termoneutralna (TNZ) wokół nas. pasmo obejmujące zaledwie 2–4 ° C7,8 w rzeczywistości ten ważny aspekt zwrócił uwagę w ostatnich latach4, 7,8,9,10,11,12 i zasugerowano, że niektóre „różnice gatunków” mogą być złagodzone przez Zwiększenie temperatury skorupy 9. Jednak nie ma konsensusu co do zakresu temperatur, który stanowi termoneTralność u myszy. Zatem niezależnie od tego, czy niższa temperatura krytyczna w zakresie termoneutralnym u myszy jednolońskich jest bliższa 25 ° C, czy bliżej 30 ° C4, 7, 8, 10, 12, pozostaje kontrowersyjne. EE i inne parametry metaboliczne były ograniczone do godzin do dni, więc stopień, w jakim długotrwałe narażenie na różne temperatury może wpływać na parametry metaboliczne, takie jak masa ciała, jest niejasny. Zużycie, wykorzystanie substratu, tolerancja glukozy oraz stężenie lipidów w osoczu i glukozy oraz hormony regulujące apetyt. Ponadto potrzebne są dalsze badania w celu ustalenia, w jakim stopniu dieta może wpłynąć na te parametry (myszy DI na diecie wysokotłuszczowej mogą być bardziej zorientowane na dietę opartą na przyjemności (hedonicznej)). Aby dostarczyć więcej informacji na ten temat, zbadaliśmy wpływ temperatury hodowli na wyżej wymienione parametry metaboliczne u dorosłych myszy męskich i otyłych (DIO) indukowanych dietą (DIO) na 45% diecie o wysokiej zawartości tłuszczu. Myszy trzymano w 22, 25, 27,5 lub 30 ° C przez co najmniej trzy tygodnie. Temperatury poniżej 22 ° C nie były badane, ponieważ standardowe obudowy zwierząt rzadko jest poniżej temperatury pokojowej. Stwierdziliśmy, że normalne myszy DIO i pojedyncze obroty reagowały podobnie na zmiany temperatury obudowy pod względem EE i niezależnie od warunków obudowy (z lub bez materiału schronienia/materiału gniazdowego). Jednak podczas gdy myszy normalnej masy dostosowały spożycie pokarmu według EE, spożycie pokarmu myszy DIO było w dużej mierze niezależne od EE, co spowodowało, że myszy przybierały większą wagę. Zgodnie z danymi masy ciała stężenie lipidów i ciał ketonowych w osoczu wykazały, że myszy Dio w 30 ° C miały bardziej dodatni bilans energetyczny niż myszy w 22 ° C. Podstawowe przyczyny różnic w równowadze spożycia energii i EE między normalną wagą a myszami DIO wymagają dalszych badań, ale mogą być związane ze zmianami patofizjologicznymi u myszy DIO i wpływem diety opartej na przyjemności w wyniku otyłej diety.
EE wzrosło liniowo z 30 do 22 ° C i było o około 30% wyższe w 22 ° C w porównaniu do 30 ° C (ryc. 1A, B). Kurs wymiany oddechowej (RER) był niezależny od temperatury (ryc. 1C, D). Spożycie pokarmu było zgodne z dynamiką EE i wzrosło wraz ze spadkową temperaturą (również o ~ 30% wyższą w 22 ° C w porównaniu do 30 ° C (ryc. 1E, F). Spożycie wody. Objętość i poziom aktywności nie zależyły od temperatury (ryc. 1G).
Myszy samce (C57BL/6J, 20 tygodni, indywidualne obudowy, n = 7) znajdowały się w klatkach metabolicznych w 22 ° C przez tydzień przed rozpoczęciem badania. Dwa dni po zebraniu danych tła temperatura podniesiono w przyrostach 2 ° C o 06:00 godzin dziennie (początek fazy świetlnej). Dane są przedstawiane jako średnia ± błąd standardowy średniej, a ciemna faza (18: 00–06: 00 h) jest reprezentowana przez szare pole. A Wydatki energetyczne (KCAL/H), B Całkowite wydatki na energię w różnych temperaturach (KCAL/24 godziny), C Kursy wymiany oddechowej (VCO2/VO2: 0,7–1,0), D średnia RER w fazie światła i ciemności (VCO2/VO2) faza (Wartość zerowa jest zdefiniowana jako 0,7). E skumulowane spożycie pokarmu (G), F 24H całkowite spożycie pokarmu, G 24H całkowite spożycie wody (ML), H 24H całkowite spożycie wody, I skumulowany poziom aktywności (M) i J Całkowity poziom aktywności (M/24H). ). Myszy trzymano w wskazanej temperaturze przez 48 godzin. Dane pokazane dla 24, 26, 28 i 30 ° C odnoszą się do ostatnich 24 godzin każdego cyklu. Myszy pozostały karmione podczas badania. Istotność statystyczną przetestowano powtarzającymi pomiarami jednokierunkowej ANOVA, a następnie testem wielokrotnego porównania Tukeya. Gwiazdki wskazują istotność dla wartości początkowej 22 ° C, cieniowanie wskazuje na istotność między innymi grupami, jak wskazano. *P <0,05, ** P <0,01, ** P <0,001, **** P <0,0001. *P <0,05, ** P <0,01, ** P <0,001, **** P <0,0001. *P <0,05, ** P <0,01, ** P <0,001, **** P <0 0001. *P <0,05, ** P <0,01, ** P <0,001, **** P <0,0001. *P <0,05, ** P <0,01, ** P <0,001, **** P <0,0001。 *P <0,05, ** P <0,01, ** P <0,001, **** P <0,0001。 *P <0,05, ** P <0,01, ** P <0,001, **** P <0 0001. *P <0,05, ** P <0,01, ** P <0,001, **** P <0,0001.Średnie wartości obliczono dla całego okresu eksperymentalnego (0-192 godzin). n = 7.
Podobnie jak w przypadku myszy o normalnej masie, EE wzrosło liniowo wraz ze spadkiem temperatury, aw tym przypadku EE było również o około 30% wyższe w 22 ° C w porównaniu do 30 ° C (ryc. 2A, B). Rer nie zmienił się w różnych temperaturach (ryc. 2C, D). W przeciwieństwie do myszy o normalnej masie, spożycie pokarmu nie było spójne z EE w funkcji temperatury pokojowej. Spożycie pokarmu, spożycie wody i poziom aktywności były niezależne od temperatury (ryc. 2E - J).
Myszy DIO (C57BL/6J, 20 tygodni) indywidualnie umieszczono w klatkach metabolicznych w 22 ° C przez tydzień przed rozpoczęciem badania. Myszy mogą używać 45% HFD ad libitum. Po dwóch dniach aklimatyzacji zebrano dane wyjściowe. Następnie temperatura podnioskowano w przyrostach 2 ° C co drugi dzień o 06:00 (początek fazy świetlnej). Dane są przedstawiane jako średnia ± błąd standardowy średniej, a ciemna faza (18: 00–06: 00 h) jest reprezentowana przez szare pole. A Wydatki energetyczne (KCAL/H), B Całkowite wydatki na energię w różnych temperaturach (KCAL/24 godziny), C Kursy wymiany oddechowej (VCO2/VO2: 0,7–1,0), D średnia RER w fazie światła i ciemności (VCO2/VO2) faza (Wartość zerowa jest zdefiniowana jako 0,7). E skumulowane spożycie pokarmu (G), F 24H całkowite spożycie pokarmu, G 24H całkowite spożycie wody (ML), H 24H całkowite spożycie wody, I skumulowany poziom aktywności (M) i J Całkowity poziom aktywności (M/24H). ). Myszy trzymano w wskazanej temperaturze przez 48 godzin. Dane pokazane dla 24, 26, 28 i 30 ° C odnoszą się do ostatnich 24 godzin każdego cyklu. Myszy utrzymywano przy 45% HFD do końca badania. Istotność statystyczną przetestowano powtarzającymi pomiarami jednokierunkowej ANOVA, a następnie testem wielokrotnego porównania Tukeya. Gwiazdki wskazują istotność dla wartości początkowej 22 ° C, cieniowanie wskazuje na istotność między innymi grupami, jak wskazano. *P <0,05, *** P <0,001, **** P <0,0001. *P <0,05, *** P <0,001, **** P <0,0001. *Р <0,05, *** р <0,001, **** р <0 0001. *P <0,05, *** P <0,001, **** P <0,0001. *P <0,05, *** P <0,001, **** P <0,0001。 *P <0,05, *** P <0,001, **** P <0,0001。 *Р <0,05, *** р <0,001, **** р <0 0001. *P <0,05, *** P <0,001, **** P <0,0001.Średnie wartości obliczono dla całego okresu eksperymentalnego (0-192 godzin). n = 7.
W innej serii eksperymentów zbadaliśmy wpływ temperatury otoczenia na te same parametry, ale tym razem między grupami myszy, które były stale utrzymywane w określonej temperaturze. Myszy podzielono na cztery grupy, aby zminimalizować zmiany statystyczne średniej i standardowe odchylenie masy ciała, tłuszczu i normalnej masy ciała (ryc. 3A - C). Po 7 dniach aklimatyzacji odnotowano 4,5 dni EE. EE znacząco wpływa temperatura otoczenia zarówno w ciągu dnia, jak iw nocy (ryc. 3D) i wzrasta liniowo wraz ze spadkiem temperatury z 27,5 ° C do 22 ° C (ryc. 3E). W porównaniu z innymi grupami, RER grupy 25 ° C był nieco zmniejszony i nie stwierdzono różnic między pozostałymi grupami (ryc. 3F, G). Spożycie pokarmu równolegle do wzoru EE A wzrosło o około 30% w 22 ° C w porównaniu do 30 ° C (ryc. 3H, I). Zużycie wody i poziomy aktywności nie różniły się znacząco między grupami (ryc. 3J, k). Ekspozycja na różne temperatury przez okres do 33 dni nie prowadziło do różnic w masy ciała, beztłuszczowej masie i masie tłuszczu między grupami (ryc. 3N-S), ale spowodowało spadek szczupłej masy ciała o około 15% w porównaniu z Wyniki zgłaszane przez siebie (ryc. 3N-S). 3b, r, c)), a masa tłuszczu wzrosła o więcej niż 2 razy (od ~ 1 g do 2–3 g, ryc. 3c, t, c). Niestety, szafka 30 ° C ma błędy kalibracyjne i nie może dostarczyć dokładnych danych EE i RER.
- Masa ciała (a), chuda masa (b) i masa tłuszczu (c) po 8 dniach (jeden dzień przed przeniesieniem do systemu sobolowego). D Zużycie energii (KCAL/H). Średnie zużycie energii (0–108 godzin) w różnych temperaturach (KCAL/24 godziny). F Stosunek wymiany oddechowej (RER) (VCO2/VO2). G średnia RER (VCO2/VO2). H Całkowite spożycie pokarmu (G). Mam na myśli spożycie pokarmu (g/24 godziny). J Całkowite zużycie wody (ML). K Średnie zużycie wody (ML/24 godziny). l Skumulowany poziom aktywności (M). M Średni poziom aktywności (m/24 h). n Waga ciała 18. dnia, o zmiana masy ciała (od -8 na 18 dnia), P beztłuszczowa masa 18. dnia, q Zmiana chudej masy (od -8 na 18), R Masa tłuszczowa w dniu 18 i zmiana masy tłuszczu (od -8 do 18 dni). Istotność statystyczną powtarzanych pomiarów przetestowano przez Oneway-Anova, a następnie test wielokrotnego porównania Tukeya. *P <0,05, ** P <0,01, *** P <0,001, **** P <0,0001. *P <0,05, ** P <0,01, *** P <0,001, **** P <0,0001. *P <0,05, ** P <0,01, *** P <0,001, **** P <0 0001. *P <0,05, ** P <0,01, *** P <0,001, **** P <0,0001. *P <0,05, ** P <0,01, *** P <0,001, **** P <0,0001。 *P <0,05, ** P <0,01, *** P <0,001, **** P <0,0001。 *P <0,05, ** P <0,01, *** P <0,001, **** P <0 0001. *P <0,05, ** P <0,01, *** P <0,001, **** P <0,0001.Dane są przedstawiane jako średnio + standardowy błąd średniej, ciemna faza (18: 00-06: 00 h) jest reprezentowana przez szare pola. Doty na histogramach reprezentują poszczególne myszy. Średnie wartości obliczono dla całego okresu eksperymentalnego (0-108 godzin). n = 7.
Myszy dopasowano w masie ciała, beztłuszczowej masie i masie tłuszczu na początku (ryc. 4A - C) i utrzymywano w 22, 25, 27,5 i 30 ° C, jak w badaniach z myszami o normalnej masie. . Porównując grupy myszy, związek między EE a temperaturą wykazywał podobny związek liniowy z temperaturą w czasie u tych samych myszy. Tak więc myszy utrzymywane w 22 ° C zużywały około 30% więcej energii niż myszy utrzymywane w 30 ° C (ryc. 4d, E). Podczas badania efektów u zwierząt temperatura nie zawsze wpłynęła na RER (ryc. 4F, G). Temperatura (ryc. 4H - M) nie wpłynęły znacząco na spożycie wody i aktywność. Po 33 dniach hodowli myszy w 30 ° C miały znacznie wyższą masę ciała niż myszy w 22 ° C (ryc. 4N). W porównaniu z ich odpowiednimi punktami wyjściowymi myszy hodowane w 30 ° C miały znacznie wyższe masy ciała niż myszy hodowane w 22 ° C (średnia ± błąd standardowy średniej: ryc. 4O). Stosunkowo wyższy przyrost masy był spowodowany wzrostem masy tłuszczu (ryc. 4p, q), a nie z wzrostu masy szczupłej (ryc. 4R, s). Zgodnie z niższą wartością EE w 30 ° C, ekspresja kilku genów BAT, które zwiększają funkcję/aktywność BAT została zmniejszona w 30 ° C w porównaniu do 22 ° C: ADRA1A, ADRB3 i PRDM16. Inne kluczowe geny, które również zwiększają funkcję/aktywność BAT: SEMA3A (regulacja wzrostu neurytów), TFAM (biogeneza mitochondrialna), ADRB1, ADRA2A, PCK1 (glukoneogeneza) i CPT1A. Co zaskakujące, UCP1 i VEGF-A, związane ze zwiększoną aktywnością termogeniczną, nie zmniejszyły się w grupie 30 ° C. W rzeczywistości poziomy UCP1 u trzech myszy były wyższe niż w grupie 22 ° C, a VEGF-A i ADRB2 były znacznie podwyższone. W porównaniu z grupą 22 ° C myszy utrzymywane w 25 ° C i 27,5 ° C nie wykazały zmian (rysunek uzupełniający 1).
- Masa ciała (A), masa beztłuszczowa (B) i masa tłuszczu (C) po 9 dniach (jeden dzień przed przeniesieniem do systemu sobolowego). D Zużycie energii (EE, KCAL/H). Średnie zużycie energii (0–96 godzin) w różnych temperaturach (KCAL/24 godziny). F Stosunek wymiany oddechowej (RER, VCO2/VO2). G średnia RER (VCO2/VO2). H Całkowite spożycie pokarmu (G). Mam na myśli spożycie pokarmu (g/24 godziny). J Całkowite zużycie wody (ML). K Średnie zużycie wody (ML/24 godziny). l Skumulowany poziom aktywności (M). M Średni poziom aktywności (m/24 h). N Waga ciała w dniu 23 (g), o Zmiana masy ciała, P beztłuszczowa masa, zmiana chudej masy (g) w dniu 23 w porównaniu z dniem 9, zmiana masy tłuszczu (g) w 23 -dni, tłuszcz Masa (g) w porównaniu z dniem 8, dniem 23 w porównaniu z dniem -8. Istotność statystyczną powtarzanych pomiarów przetestowano przez Oneway-Anova, a następnie test wielokrotnego porównania Tukeya. *P <0,05, *** P <0,001, **** P <0,0001. *P <0,05, *** P <0,001, **** P <0,0001. *Р <0,05, *** р <0,001, **** р <0 0001. *P <0,05, *** P <0,001, **** P <0,0001. *P <0,05, *** P <0,001, **** P <0,0001。 *P <0,05, *** P <0,001, **** P <0,0001。 *Р <0,05, *** р <0,001, **** р <0 0001. *P <0,05, *** P <0,001, **** P <0,0001.Dane są przedstawiane jako średnio + standardowy błąd średniej, ciemna faza (18: 00-06: 00 h) jest reprezentowana przez szare pola. Doty na histogramach reprezentują poszczególne myszy. Średnie wartości obliczono dla całego okresu eksperymentalnego (0-96 godzin). n = 7.
Podobnie jak ludzie, myszy często tworzą mikrośrodowiska w celu zmniejszenia utraty ciepła w środowisku. Aby oszacować znaczenie tego środowiska dla EE, oceniliśmy EE na 22, 25, 27,5 i 30 ° C, z lub bez skórzanych ochroniarzy i materiału gniazdowego. W 22 ° C dodanie standardowych skór zmniejsza EE o około 4%. Późniejsze dodanie materiału gniazdowego zmniejszyło EE o 3–4% (ryc. 5a, b). Nie zaobserwowano istotnych zmian w RER, spożyciu pokarmu, spożyciu wody ani aktywności przy dodaniu domów lub skór + pościeli (ryc. 5i - P). Dodanie skóry i materiału gniazdowego znacznie zmniejszyło EE w 25 i 30 ° C, ale odpowiedzi były ilościowo mniejsze. W 27,5 ° C nie zaobserwowano różnicy. W szczególności w tych eksperymentach EE zmniejszyło się wraz ze wzrostem temperatury, w tym przypadku o około 57% niższe niż EE w 30 ° C w porównaniu do 22 ° C (ryc. 5C - H). Tę samą analizę przeprowadzono tylko dla fazy świetlnej, w której EE był bliżej podstawowej szybkości metabolizmu, ponieważ w tym przypadku myszy spoczywały głównie w skórze, co spowodowało porównywalne rozmiary efektów w różnych temperaturach (uzupełniająca ryc. 2A - H) .
Dane dotyczące myszy z schronienia i materiału gniazdowego (ciemnoniebieski), domu, ale bez materiału gniazdowego (jasnoniebieski) oraz materiał domowy i gniazdowy (pomarańczowy). Zużycie energii (EE, KCAL/H) dla pokoi A, C, E i G przy 22, 25, 27,5 i 30 ° C, B, D, F i H oznacza EE (KCAL/H). Dane IP dla myszy znajdujących się w 22 ° C: I Szybkość oddechowa (RER, VCO2/VO2), J średnia RER (VCO2/VO2), K skumulowane spożycie pokarmu (G), L Średni spożycie pokarmu (g/24 h), M. Całkowite spożycie wody (ML), n Średnie AUC wlotu wody (ML/24H), o Całkowita aktywność (M), P Średni poziom aktywności (M/24H). Dane są przedstawiane jako średnio + standardowy błąd średniej, ciemna faza (18: 00-06: 00 h) jest reprezentowana przez szare pola. Doty na histogramach reprezentują poszczególne myszy. Istotność statystyczną powtarzanych pomiarów przetestowano przez Oneway-Anova, a następnie test wielokrotnego porównania Tukeya. *P <0,05, ** P <0,01. *P <0,05, ** P <0,01. *Р <0,05, ** р <0,01. *P <0,05, ** P <0,01. *P <0,05, ** p <0,01。 *P <0,05, ** p <0,01。 *Р <0,05, ** р <0,01. *P <0,05, ** P <0,01.Średnie wartości obliczono dla całego okresu eksperymentalnego (0-72 godzin). n = 7.
U myszy o normalnej masie (2-3 godziny postu) hodowanie w różnych temperaturach nie spowodowało znaczących różnic w stężeniach TG, 3-HB, cholesterolu, ALT i AST, ale HDL w funkcji temperatury. Rysunek 6A-E). Stężenia leptyny, insuliny, peptydu C i glukagonu na czczo również nie różniły się między grupami (ryc. 6G-J). W dniu testu tolerancji glukozy (po 31 dniach w różnych temperaturach) wyjściowy poziom glukozy we krwi (5-6 godzin postu) wynosił około 6,5 mm, bez różnicy między grupami. Podawanie doustnej glukozy znacznie zwiększało stężenie glukozy we krwi we wszystkich grupach, ale zarówno szczytowe stężenie, jak i powierzchnia przyrostowa pod krzywymi (IAUC) (15–120 min) były niższe w grupie myszy znajdujących się w 30 ° C (poszczególne punkty czasowe: P: P: P: P: P: P: P: P: P: P: P: P: P: P: P: P: P: P: P: P: P: P: P: P: P: P: P: P: P: P: P: P: P: P: P: P: P: P: P: P: P: P: P: P: P: P: P: P: P: P: P: P: P: P: P: P: P: P: P: P: P: P: P: P: P: P: P: P: P: P: P: P: P: P: P: P: P: P: P: P: P: P: P: P: P: P: P: P: P: P: P: P: P: P: P: P: P: P: P: P: P: P: P: P <0,05 - p <0,0001, ryc. 6k, l) w porównaniu z myszami umieszczonymi w 22, 25 i 27,5 ° C (które nie różniły się między sobą). Podawanie doustnej glukozy znacznie zwiększało stężenie glukozy we krwi we wszystkich grupach, ale zarówno szczytowe stężenie, jak i powierzchnia przyrostowa pod krzywymi (IAUC) (15–120 min) były niższe w grupie myszy znajdujących się w 30 ° C (poszczególne punkty czasowe: P: P: P: P: P: P: P: P: P: P: P: P: P: P: P: P: P: P: P: P: P: P: P: P: P: P: P: P: P: P: P: P: P: P: P: P: P: P: P: P: P: P: P: P: P: P: P: P: P: P: P: P: P: P: P: P: P: P: P: P: P: P: P: P: P: P: P: P: P: P: P: P: P: P: P: P: P: P: P: P: P: P: P: P: P: P: P: P: P: P: P: P: P: P: P: P: P: P: P: P: P: P: P: P <0,05 - P <0,0001, ryc. 6k, L) w porównaniu z myszami umieszczonymi w 22, 25 i 27,5 ° C (co nie różniło się między sobą). Fotrеральное ведение глюкозы значительно повышало концентрацию глюкозы в крови в tyle концентрация, так и площадь приращения под кривыми (iAUC) (15–120 мин) были ниже в группе мышей, содержащихся при 30 °C ) разичались межж собой). Doustne podawanie glukozy znacznie zwiększyło stężenie glukozy we krwi we wszystkich grupach, ale zarówno szczytowe stężenie, jak i powierzchnia przyrostowa pod krzywymi (IAUC) (15–120 min) były niższe w grupie myszy 30 ° C (oddzielne punkty czasowe: p <0,05– P <0,0001, ryc. 6k, l) w porównaniu do myszy utrzymywanych w 22, 25 i 27,5 ° C (co nie różniło się od siebie).口服葡萄糖的给药显着增加了所有组的血糖浓度 但在 但在 30 ° C 饲养的小鼠组中 峰值浓度和曲线下增加面积 峰值浓度和曲线下增加面积 (IAUC) (15-120 分钟) 均较低 （各个时间点： P <0,05 - P <0,0001, 图 6k, L ）与饲养在 22、25 和 27,5 ° C 的小鼠 （彼此之间没有差异）相比。口服 葡萄糖 的 给 药 显着 了 所有组 的 血糖 浓度 但 在 在 在 30 ° C 饲养 小鼠组 中 ， 浓度 和 曲线 下 增加 面积 面积 (IAUC) (15-120 分钟) 均 较 低 各 个 个 点 点 点 点 点 点 点 点 点 点 点 点 点 点 点 点 点 点 点 点 点 点 点 点 点 点点 ： P <0,05 - p < 0,0001, 图 6k, L ）与饲养在 22、25 和 27,5 ° C 的小鼠 （彼此之间没有差异）相比。 彼此之间没有差异）相比。Doustne podawanie glukozy znacznie zwiększyło stężenie glukozy we krwi we wszystkich grupach, ale zarówno szczytowe stężenie, jak i obszar pod krzywą (IAUC) (15–120 min) były niższe w grupie myszy karmionych 30 ° C (wszystkie punkty czasowe).: P <0,05 - P <0 0001, рис. : P <0,05 - p <0,0001, ryc.6L, L) w porównaniu z myszami utrzymywanymi w 22, 25 i 27,5 ° C (bez różnicy od siebie).
Stężenia TG, 3-HB, cholesterolu, HDL, ALT, ATT, FFA, glicerolu, leptyny, insuliny, peptydu C i glukagonu pokazano u dorosłych męskich myszy DIO (AL) po 33 dniach karmienia w wskazanej temperaturze . Myszy nie karmiono 2-3 godziny przed pobieraniem próbek krwi. Wyjątkiem był doustny test tolerancji glukozy, który przeprowadzono dwa dni przed końcem badania myszy na pości przez 5-6 godzin i utrzymywany w odpowiedniej temperaturze przez 31 dni. Myszy zakwestionowano masą ciała 2 g/kg. Obszar pod danymi krzywej (L) jest wyrażany jako dane przyrostowe (IAUC). Dane są przedstawiane jako średnia ± SEM. Kropki reprezentują poszczególne próbki. *P <0,05, ** P <0,01, ** P <0,001, **** P <0,0001, n = 7. *P <0,05, ** P <0,01, ** P <0,001, **** P <0,0001, n = 7. *P <0,05, ** P <0,01, ** P <0,001, **** P <0 0001, n = 7. *P <0,05, ** P <0,01, ** P <0,001, **** P <0,0001, n = 7. *P <0,05, ** P <0,01, ** P <0,001, **** P <0,0001, n = 7。 *P <0,05, ** P <0,01, ** P <0,001, **** P <0,0001, n = 7。 *P <0,05, ** P <0,01, ** P <0,001, **** P <0 0001, n = 7. *P <0,05, ** P <0,01, ** P <0,001, **** P <0,0001, n = 7.
U myszy DIO (również przez 2-3 godziny) stężenia cholesterolu w osoczu, HDL, ALT, AST i FFA nie różniły się między grupami. Zarówno TG, jak i glicerol były znacznie podwyższone w grupie 30 ° C w porównaniu z grupą 22 ° C (ryc. 7A - H). Natomiast 3-GB było o około 25% niższe w 30 ° C w porównaniu do 22 ° C (ryc. 7B). Zatem, chociaż myszy utrzymywały się w 22 ° C, miały ogólny dodatni bilans energetyczny, jak sugeruje przyrost masy ciała, różnice w stężeniach TG, glicerolu i 3-Hb w osoczu sugerują, że myszy w 22 ° C, gdy pobieranie próbkowania było mniejsze niż przy 22 ° C. ° C. Myszy hodowane w 30 ° C były w stosunkowo bardziej energetycznie ujemnym stanie. Zgodnie z tym stężenie wątroby ekstrahowalnego glicerolu i TG, ale nie glikogenu i cholesterolu, były wyższe w grupie 30 ° C (uzupełniający ryc. 3A-D). Aby zbadać, czy różnice zależne od temperatury w lipolizie (mierzone za pomocą TG i glicerolu w osoczu) są wynikiem wewnętrznych zmian tłuszczu najądowiskowego lub pachwinowego, wyodrębniliśmy tkankę tłuszczową z tych sklepów i określono ilościowo ilościowo kwasu tłuszczowego wolnego kwasu tłuszczowego Vivo. i wydanie glicerolu. We wszystkich grupach eksperymentalnych próbki tkanki tłuszczowej z magazynów najądowych i pachwinowych wykazywały co najmniej dwukrotny wzrost produkcji glicerolu i FFA w odpowiedzi na stymulację izoproterenolu (uzupełniająca ryc. 4A-D). Jednak nie stwierdzono wpływu temperatury powłoki na lipolizę stymulowaną na podstawie lub izoproterenolu. Zgodnie z wyższą masą ciała i masy tłuszczu, poziomy leptyny w osoczu były znacznie wyższe w grupie 30 ° C niż w grupie 22 ° C (ryc. 7I). Przeciwnie, poziomy insuliny i peptydu C w osoczu nie różniły się między grupami temperatur (ryc. 7K, K), ale glukagon w osoczu wykazywał zależność od temperatury, ale w tym przypadku prawie 22 ° C w przeciwnej grupie było dwukrotnie porównywane dwukrotnie w porównaniu do 30 ° C. Z. Grupa C (ryc. 7L). FGF21 nie różniło się między różnymi grupami temperatur (ryc. 7M). W dniu OGTT wyjściowy glukoza we krwi wynosiła około 10 mm i nie różniła się między myszami umieszczonymi w różnych temperaturach (ryc. 7N). Doustne podawanie glukozy zwiększyło poziom glukozy we krwi i osiągnął szczyt we wszystkich grupach w stężeniu około 18 mm 15 minut po dawkowaniu. Nie stwierdzono istotnych różnic w IAUC (15–120 min) i stężeniach w różnych punktach czasowych po dawce (15, 30, 60, 90 i 120 min) (ryc. 7N, O).
Stężenia TG, 3-HB, poziomu cholesterolu, HDL, ALT, AST, FFA, glicerolu, leptyny, insuliny, peptydu C, glukagonu i FGF21 pokazano u dorosłych myszy DIO (AO) po 33 dniach karmienia. określona temperatura. Myszy nie karmiono 2-3 godziny przed pobieraniem próbek krwi. Test tolerancji glukozy doustnego był wyjątkiem, ponieważ przeprowadzono w dawce 2 g/kg masy ciała dwa dni przed końcem badania u myszy, które pościły przez 5-6 godzin i utrzymywane w odpowiedniej temperaturze przez 31 dni. Obszar pod danymi krzywej (O) jest pokazany jako dane przyrostowe (IAUC). Dane są przedstawiane jako średnia ± SEM. Kropki reprezentują poszczególne próbki. *P <0,05, ** P <0,01, ** P <0,001, **** P <0,0001, n = 7. *P <0,05, ** P <0,01, ** P <0,001, **** P <0,0001, n = 7. *P <0,05, ** P <0,01, ** P <0,001, **** P <0 0001, n = 7. *P <0,05, ** P <0,01, ** P <0,001, **** P <0,0001, n = 7. *P <0,05, ** P <0,01, ** P <0,001, **** P <0,0001, n = 7。 *P <0,05, ** P <0,01, ** P <0,001, **** P <0,0001, n = 7。 *P <0,05, ** P <0,01, ** P <0,001, **** P <0 0001, n = 7. *P <0,05, ** P <0,01, ** P <0,001, **** P <0,0001, n = 7.
Przeniesienie danych gryzoni na ludzi jest złożonym problemem, który odgrywa kluczową rolę w interpretacji znaczenia obserwacji w kontekście badań fizjologicznych i farmakologicznych. Ze względów ekonomicznych i ułatwienia badań myszy są często utrzymywane w temperaturze pokojowej poniżej strefy termoneutralnej, co powoduje aktywację różnych kompensacyjnych systemów fizjologicznych, które zwiększają szybkość metabolizmu i potencjalnie upośledzają tłumaczenie 9. Zatem ekspozycja myszy na przeziębienie może powodować, że myszy odporne na otyłość indukowaną dietą i może zapobiegać hiperglikemii u szczurów leczonych streptozotocyną z powodu zwiększonego transportu glukozy zależnego od nieinsuliny. Nie jest jednak jasne, w jakim stopniu przedłużone narażenie na różne istotne temperatury (od pomieszczenia do termoneutralnego) wpływa na różne homeostazę energii myszy o normalnej masie (na żywności) i myszy DIO (na HFD) i parametrach metabolicznych, a także na zakresie zakresu do którego byli w stanie zrównoważyć wzrost EE wraz ze wzrostem spożycia pokarmu. Badanie przedstawione w tym artykule ma na celu wprowadzenie pewnej jasności na ten temat.
Pokazujemy, że u dorosłych myszy dorosłych i męskich myszy Dio EE jest odwrotnie związane z temperaturą pokojową między 22 a 30 ° C. Zatem EE w 22 ° C był około 30% wyższy niż w 30 ° C. W obu modelach myszy. Jednak ważną różnicą między myszami o normalnej masie a myszami Dio jest to, że chociaż myszy o normalnej masie pasowały EE w niższych temperaturach poprzez odpowiednio dostosowanie spożycia pokarmu, spożycie pokarmu myszy DIO różniło się na różnych poziomach. Temperatury badania były podobne. Po miesiącu myszy DIO utrzymywane w temperaturze 30 ° C zyskały większą masę ciała i masę tłuszczu niż myszy utrzymywane w 22 ° C, podczas gdy normalni ludzie utrzymali się w tej samej temperaturze i przez ten sam okres nie prowadzili do gorączki. Zależna różnica w masie ciała. Myszy wagowe. W porównaniu z temperaturami w pobliżu termoneutralnego lub w temperaturze pokojowej wzrost w temperaturze pokojowej spowodował DIO lub myszy o normalnej masie na diecie o wysokiej zawartości tłuszczu, ale nie na diecie o normalnej masie, aby przybierać stosunkowo mniejszą wagę. ciało. Poparte innymi badaniami17,18,19,20,21, ale nie przez 222,23.
Wprowadzona hipoteza w celu przesunięcia neutralności termicznej w lewo 8, 12. W naszym badaniu zarówno dodanie materiału gniazdowego, jak i ukrycia, zarówno dodanie, że dodanie materiału gniazdowego i ukrycia zmniejszyło się do neutralności termicznej do 28 ° C do 28 ° C do 28 ° C jest hipoteza o neutralności termicznej do 28 ° C do 28 ° C. Zatem nasze dane nie potwierdzają, że niski punkt termoneutralności u dorosłych myszy jednokoszerowych, z domami wzbogaconymi o środowisko lub bez, powinny wynosić 26-28 ° C, jak pokazano 8,12, ale obsługuje inne badania wykazujące termoneutralność. Temperatury 30 ° C u myszy o niskim punkcie 7, 10, 24. Aby skomplikować materię, temperatura termoneutralna u myszy nie jest statyczna w ciągu dnia, ponieważ jest one niższa podczas fazy spoczynku (światła), być może z powodu niższej kalorii produkcja w wyniku aktywności i termogenezy indukowanej dietą. Zatem w fazie świetlnej niższy punkt neutralności termicznej okazuje się ~ 29 ° с, aw fazie ciemnej ~ 33 ° с25.
Ostatecznie związek między temperaturą otoczenia a całkowite zużycie energii jest określane przez rozpraszanie ciepła. W tym kontekście stosunek powierzchni do objętości jest ważnym wyznacznikiem wrażliwości termicznej, wpływającą zarówno na rozpraszanie ciepła (powierzchnia), jak i wytwarzanie ciepła (objętość). Oprócz powierzchni transfer ciepła jest również określany przez izolację (szybkość przenoszenia ciepła). U ludzi masa tłuszczu może zmniejszyć utratę ciepła, tworząc barierę izolacyjną wokół skorupy ciała i zasugerowano, że masa tłuszczu jest również ważna dla izolacji termicznej u myszy, obniżając temperaturę termoneutralną i zmniejszając czułość temperatury poniżej punktu neutralnego termicznego ( nachylenie krzywej). Temperatura otoczenia w porównaniu do EE) 12. Nasze badanie nie zostało zaprojektowane w celu bezpośredniej oceny tego przypuszczalnego związku, ponieważ dane składu ciała zostały zebrane 9 dni przed zebraniem danych dotyczących wydatków energetycznych i ponieważ masa tłuszczu nie była stabilna w trakcie badania. Ponieważ jednak normalne myszy i myszy DIO mają 30% niższe EE w 30 ° C niż w 22 ° C pomimo co najmniej 5-krotnej różnicy masy tłuszczu, nasze dane nie potwierdzają, że otyłość powinna zapewnić podstawową izolację. Współczynnik, przynajmniej nie w badanym zakresie temperatur. Jest to zgodne z innymi badaniami lepiej zaprojektowanymi do zbadania tego 4,24. W tych badaniach działanie otyłości izolacyjne było niewielkie, ale stwierdzono, że futro zapewnia 30–50% całkowitej izolacji termicznej 4,24. Jednak u martwych myszy przewodność cieplna wzrosła o około 450% bezpośrednio po śmierci, co sugeruje, że działanie fizjologiczne jest niezbędne dla mechanizmów fizjologicznych, w tym zwężenia naczyń krwionośnych. Oprócz różnic gatunków w futrze między myszami i ludźmi, na słabe działanie otyłości u myszy mogą również wpływać następujące rozważania: Współczynnik izolacyjny ludzkiej masy tłuszczu pośredniczą głównie podskórna masa tłuszczu (grubość) 26,27. Zazwyczaj u gryzoni mniejszych niż 20% całkowitego tłuszczu zwierzęcy28. Ponadto całkowita masa tłuszczu może nawet nie być nieoptymalną miarą izolacji termicznej jednostki, ponieważ argumentowano, że poprawa izolacji termicznej jest zrównoważona przez nieunikniony wzrost powierzchni (a zatem zwiększoną utratę ciepła) wraz ze wzrostem masy tłuszczu. .
U myszy o normalnej masie stężenie w osoczu na czczo TG, 3-HB, cholesterolu, HDL, ALT i AST nie zmieniły się w różnych temperaturach przez prawie 5 tygodni, prawdopodobnie dlatego, że myszy były w tym samym stanie bilansu energetycznego. były takie same pod względem masy i składu ciała, jak na końcu badania. Zgodnie z podobieństwem masy tłuszczowej nie było również różnic w poziomach leptyny w osoczu, ani w insulinie na czczo, peptydu C i glukagonie. Więcej sygnałów znaleziono u myszy DIO. Chociaż myszy w 22 ° C również nie miały ogólnego ujemnego bilansu energetycznego w tym stanie (ponieważ przybierały na wadze), pod koniec badania były one stosunkowo bardziej niedoboru energii w porównaniu z myszami hodowanymi w 30 ° C, w warunkach takich jak takie jak warunki takie jak takie jak Wysokie ketony. Produkcja przez ciało (3-GB) i spadek stężenia glicerolu i TG w osoczu. Jednak różnice zależne od temperatury w lipolizie nie wydają się być wynikiem wewnętrznych zmian w tłuszczu najądowym lub pachwinowym, takie jak zmiany w ekspresji lipazy reagującej na adipohormon, ponieważ FFA i glicerolu uwalniane z tłuszczu wyodrębnione z tych depotów są między temperaturą, są między temperaturą Grupy są do siebie podobne. Chociaż nie badaliśmy tonu współczulnego w bieżącym badaniu, inni stwierdzili, że (w oparciu o częstość akcji serca i średnie ciśnienie tętnicze) jest liniowo związany z temperaturą otoczenia u myszy i jest w przybliżeniu niższy w 30 ° C niż w 22 ° C 20% 20% C Zatem zależne od temperatury różnice w tonie współczulnym mogą odgrywać rolę w lipolizie w naszym badaniu, ale ponieważ wzrost tonu współczulnego stymuluje, a nie hamuje lipolizy, inne mechanizmy mogą przeciwdziałać temu spadkowi hodowanych myszy. Potencjalna rola w rozpadu tkanki tłuszczowej. Temperatura pokojowa. Ponadto w części stymulującego wpływu tonu współczulnego na lipolizę pośrednio pośredniczy silne hamowanie wydzielania insuliny, podkreślając wpływ suplementacji insuliny przerywających na lipoliz30, ale w naszym badaniu insulina na czczo i sympatyka C-peptyd C w różnej temperaturze były tonem współczulnym w różnych temperaturach. Nie wystarczy zmienić lipolizę. Zamiast tego stwierdziliśmy, że różnice w stanie energii najprawdopodobniej były głównym czynnikiem przyczyniającym się do tych różnic u myszy DIO. Podstawowe powody, które prowadzą do lepszej regulacji spożycia pokarmu u EE u myszy o normalnej masie, wymagają dalszych badań. Zasadniczo jednak spożycie pokarmu jest kontrolowane przez wskazówki homeostatyczne i hedoniczne 31,32,33. Chociaż istnieje debata na temat tego, który z dwóch sygnałów jest ilościowo ważniejszy, 31,32,33 dobrze wiadomo, że długoterminowe spożywanie żywności o wysokiej zawartości tłuszczu prowadzi do bardziej opartego na przyjemności zachowania żywieniowego, które jest w pewnym stopniu niezwiązane z homeostaza. . - Regulowane spożycie pokarmu 34,35,36. Dlatego zwiększone hedoniczne zachowanie myszy DIO leczonych 45% HFD może być jednym z powodów, dla których te myszy nie zrównoważyły spożycia pokarmu z EE. Co ciekawe, różnice w hormonach regulujących glukozę we krwi zaobserwowano również u myszy DIO kontrolowanych przez temperaturę, ale nie u myszy o normalnej masie. U myszy DIO poziom leptyny w osoczu wzrósł wraz z temperaturą i poziomem glukagonu spadły wraz z temperaturą. Stopień, w jakim temperatura może bezpośrednio wpływać na te różnice, zasługuje na dalsze badania, ale w przypadku leptyny, względny ujemny bilans energetyczny, a zatem niższa masa tłuszczu u myszy w 22 ° C z pewnością odgrywała ważną rolę, ponieważ lektyna tłuszczowa i leptyna w osoczu jest Wysoce skorelowane37. Jednak interpretacja sygnału glukagonu jest bardziej zagadkowa. Podobnie jak w przypadku insuliny, wydzielanie glukagonu było silnie hamowane przez wzrost tonu współczulnego, ale przewidywano, że najwyższy ton współczulny będzie w grupie 22 ° C, która miała najwyższe stężenia glukagonu w osoczu. Insulina jest kolejnym silnym regulatorem glukagonu w osoczu, a oporność na insulinę i cukrzyca typu 2 są silnie związane z postami i poposiłkową hiperglukagonemią 38,39. Jednak myszy Dio w naszym badaniu były również niewrażliwe na insulinę, więc nie mogło to być również główny czynnik wzrostu sygnalizacji glukagonu w grupie 22 ° C. Zawartość tłuszczu wątroby jest również pozytywnie związana ze wzrostem stężenia glukagonu w osoczu, którego mechanizmy z kolei mogą obejmować oporność na glukagon wątroby, zmniejszone wytwarzanie mocznika, zwiększone stężenia aminokwasów krążących i zwiększone stymulowane aminokwasem wydzielanie glukagonu 40,41, 42. Ponieważ jednak w naszym badaniu nie różniły się stężenia glicerolu i TG w naszym badaniu, nie mogło to być również potencjalnym czynnikiem wzrostu stężenia w osoczu w grupie 22 ° C. Triiodotyronina (T3) odgrywa kluczową rolę w ogólnej szybkości metabolicznej i inicjacji obrony metabolicznej przed hipotermią 43,44. Zatem stężenie T3 w osoczu, prawdopodobnie kontrolowane przez mechanizmy za pośrednictwem centralnie, 45,46 wzrostu zarówno myszy, jak i ludzi w warunkach mniej niż termoneutralnych47, chociaż wzrost u ludzi jest mniejszy, co jest bardziej predysponowane do myszy. Jest to zgodne z utratą ciepła w środowisku. W bieżącym badaniu nie mieliśmy stężenia T3 w osoczu, ale stężenia mogły być niższe w grupie 30 ° C, co może tłumaczyć wpływ tej grupy na poziomy glukagonu w osoczu, jak (zaktualizowaliśmy ryc. 5A) i inne wykazały, że wykazali, że inni wykazali, że T3 zwiększa glukagon w osoczu w sposób zależny od dawki. Doniesiono, że hormony tarczycy indukują ekspresję FGF21 w wątrobie. Podobnie jak glukagon, stężenia FGF21 w osoczu również wzrosło wraz z stężeniami T3 w osoczu (uzupełniającym ryc. 5B i ref. 48), ale w porównaniu z glukagonem, stężenie w osoczu FGF21 w naszym badaniu nie miało wpływu temperatura. Podstawowe przyczyny tej rozbieżności wymagają dalszych badań, ale indukcja FGF21 oparta na T3 powinna wystąpić przy wyższych poziomach ekspozycji T3 w porównaniu z obserwowaną odpowiedzią glukagonu napędzanego T3 (uzupełniająca ryc. 5B).
Wykazano, że HFD jest silnie związany z upośledzoną tolerancją glukozy i odpornością na insulinę (markery) u myszy hodowanych w 22 ° C. Jednak HFD nie był związany ani z upośledzoną tolerancją glukozy lub opornością na insulinę, gdy jest uprawiany w środowisku termoneutralnym (zdefiniowanym tutaj jako 28 ° C) 19. W naszym badaniu związek ten nie został powtórzony u myszy DIO, ale myszy normalnej masy utrzymywały się w 30 ° C znacznie poprawiły tolerancję glukozy. Przyczyna tej różnicy wymaga dalszych badań, ale może mieć wpływ fakt, że myszy Dio w naszym badaniu były odporne na insulinę, ze stężeniami C-peptydu w osoczu na czczo i stężenia insuliny 12-20 razy wyższe niż normalne myszy. i we krwi na pusty żołądek. Stężenia glukozy około 10 mm (około 6 mm przy normalnej masie ciała), które wydaje się pozostawiać małe okno dla potencjalnych korzystnych skutków narażenia na warunki termoneutralne w celu poprawy tolerancji glukozy. Możliwym mylącym czynnikiem jest to, że z powodów praktycznych OGTT jest przeprowadzany w temperaturze pokojowej. Zatem myszy trzymane w wyższych temperaturach doświadczyły łagodnego szoku zimnego, co może wpływać na wchłanianie/klirens glukozy. Jednak w oparciu o podobne stężenie glukozy we krwi w różnych grupach temperatur, zmiany temperatury otoczenia mogą nie mieć znacząco na wyniki.
Jak wspomniano wcześniej, niedawno podkreślono, że zwiększenie temperatury pokojowej może osłabić niektóre reakcje na stres zimny, co może zakwestionować możliwość przenoszenia danych myszy dla ludzi. Nie jest jednak jasne, jaka jest optymalna temperatura, aby utrzymać myszy do naśladowania fizjologii człowieka. Na odpowiedź na to pytanie może wpływać również dziedzina studiów i badany punkt końcowy. Przykładem tego jest wpływ diety na akumulację tłuszczu wątroby, tolerancję glukozy i oporność na insulinę19. Jeśli chodzi o wydatki na energię, niektórzy badacze uważają, że termoneutralność jest optymalną temperaturą hodowli, ponieważ ludzie wymagają niewielkiej dodatkowej energii, aby utrzymać temperaturę ciała rdzenia i definiują jedną temperaturę okrążenia dorosłych myszy jako 30 ° C7,10. Inni badacze uważają, że temperatura porównywalna z tym, że ludzie zazwyczaj doświadczają dorosłych myszy na jednym kolanie, wynosi 23-25 ° C, ponieważ stwierdzili, że termoneutralność wynosi 26-28 ° C i oparta na ludziach mniejszych o około 3 ° C. Ich niższa temperatura krytyczna, zdefiniowana tutaj jako 23 ° C, wynosi nieznacznie 8,12. Nasze badanie jest zgodne z kilkoma innymi badaniami, które stwierdzają, że neutralność cieplna nie jest osiągana przy 26-28 ° C4, 7, 10, 11, 24, 25, co wskazuje, że 23-25 ° C jest zbyt niski. Kolejnym ważnym czynnikiem do rozważenia w zakresie temperatury pokojowej i termonetyzacji u myszy jest obudowa pojedyncza lub grupowa. Gdy myszy były umieszczone w grupach, a nie indywidualnie, jak w naszym badaniu, wrażliwość na temperaturę zmniejszyła się, prawdopodobnie spowodowana zatłoczeniem zwierząt. Jednak temperatura pokojowa była jeszcze poniżej LTL wynoszącej 25, gdy zastosowano trzy grupy. Być może najważniejszą różnicą międzygatunkową w tym względzie jest ilościowe znaczenie aktywności BAT jako obrony przed hipotermią. Zatem, podczas gdy myszy w dużej mierze zrekompensowały ich wyższą utratę kalorii poprzez zwiększenie aktywności BAT, która wynosi ponad 60% EE w samym 5 ° C, 51,52 Wkład aktywności ludzkiej nietoperza w EE był znacznie wyższy, znacznie mniejszy. Dlatego zmniejszenie aktywności BAT może być ważnym sposobem na zwiększenie tłumaczenia człowieka. Regulacja aktywności BAT jest złożona, ale często pośredniczy połączone skutki stymulacji adrenergicznej, hormonów tarczycy i ekspresji UCP114,54,55,56,57. Nasze dane wskazują, że temperatura należy podnieść powyżej 27,5 ° C w porównaniu do myszy w 22 ° C w celu wykrycia różnic w ekspresji genów BAT odpowiedzialnych za funkcję/aktywację. Jednak różnice stwierdzone między grupami w 30 i 22 ° C nie zawsze wskazywały na wzrost aktywności BAT w grupie 22 ° C, ponieważ UCP1, ADRB2 i VEGF-A były obniżone w grupie 22 ° C. Pierwotna przyczyna tych nieoczekiwanych wyników pozostaje do ustalenia. Jedną z możliwości jest to, że ich zwiększona ekspresja może nie odzwierciedlać sygnału o podwyższonej temperaturze pokojowej, ale raczej ostry efekt przeniesienia ich z 30 ° C do 22 ° C w dniu usunięcia (myszy doświadczyły tych 5-10 minut przed startem) . ).
Ogólnym ograniczeniem naszego badania jest to, że badaliśmy tylko męskie myszy. Inne badania sugerują, że płeć może być ważnym rozważaniem w naszych podstawowych wskazaniach, ponieważ samice jednokoszerek są bardziej wrażliwe na temperaturę ze względu na wyższą przewodność cieplną i utrzymywanie ściślej kontrolowanych temperatur rdzenia. Ponadto samice myszy (na HFD) wykazywały większy związek spożycia energii z EE w 30 ° C w porównaniu z męskimi myszami, które spożywały więcej myszy tej samej płci (w tym przypadku 20 ° C) 20. Zatem u samic myszy efekt zawartość podkładu jest wyższa, ale ma taki sam wzór jak u męskich myszy. W naszym badaniu skupiliśmy się na samców myszy jednokoszerek, ponieważ są to warunki, w których przeprowadzana jest większość badań metabolicznych. Innym ograniczeniem naszego badania było to, że myszy były na tej samej diecie podczas całego badania, co wykluczało badanie znaczenia temperatury pokojowej dla elastyczności metabolicznej (mierzonej przez zmiany zmian diety w różnych składach makroskładników). U samic i samców myszy utrzymywane w 20 ° C w porównaniu do odpowiadających myszy utrzymywanych w temperaturze 30 ° C.
Podsumowując, nasze badanie pokazuje, że podobnie jak w innych badaniach, myszy okrążenia 1 normalnej masy są termoneTralne powyżej przewidywanego 27,5 ° C. Ponadto nasze badanie pokazuje, że otyłość nie jest głównym czynnikiem izolacyjnym u myszy o normalnej masie lub DIO, co powoduje podobną temperaturę: stosunek EE u myszy DIO i normalnej masy. Podczas gdy spożycie pokarmu myszy o normalnej masie było spójne z EE, a zatem utrzymywało stabilną masę ciała w całym zakresie temperatur, spożycie pokarmu myszy DIO było takie same w różnych temperaturach, co spowodowało wyższy stosunek myszy w temperaturze 30 ° C . W 22 ° C zyskał większą masę ciała. Ogólnie rzecz biorąc, systematyczne badania badające potencjalne znaczenie życia poniżej temperatur termoneutralnych są uzasadnione ze względu na często obserwowaną słabą tolerancję między badaniami myszy i na ludziach. Na przykład w badaniach otyłości częściowe wyjaśnienie ogólnie gorszej tłumaczności może wynikać z faktu, że mysie badania odchudzania są zwykle wykonywane na umiarkowanie zimnych stresowanych zwierzętach utrzymywanych w temperaturze pokojowej ze względu na ich zwiększoną EE. Wyolbrzymiona utrata paliwa w porównaniu z oczekiwaną masą ciała osoby, w szczególności jeśli mechanizm działania zależy od zwiększenia EE poprzez zwiększenie aktywności BAP, która jest bardziej aktywna i aktywowana w temperaturze pokojowej niż w 30 ° C.
Zgodnie z Duńskim Prawem eksperymentalnym dla zwierząt (1987) i National Institutes of Health (publikacja nr 85-23) i Europejską Konwencją Ochrony kręgowców wykorzystywanych do celów eksperymentalnych i innych naukowych (Rada Europy nr 123, Strasburg, Strasburg , 1985).
Dwadzieścia tygodni męskich myszy C57BL/6J uzyskano z Janvier Saint Berthevin Cedex, Francja i podano standardową chow (Altromina 1324) i wodę (~ 22 ° C) po 12:12 godzin światła: ciemny cykl. temperatura pokojowa. Samce myszy DIO (20 tygodni) uzyskano od tego samego dostawcy i otrzymano Adlibitum Access do 45% diety o wysokiej zawartości tłuszczu (Cat. No. D12451, Research Diet Inc., NJ, USA) i wody w warunkach hodowli. Myszy dostosowano do środowiska na tydzień przed rozpoczęciem badania. Dwa dni przed przeniesieniem do systemu kalorymetrii pośredniej, myszy zważono, poddano skanowaniu MRI (Echomritm, Teksas, USA) i podzielono na cztery grupy odpowiadające masie ciała, tłuszczu i normalnej masie ciała.
Graficzny schemat projektu badania pokazano na rycinie 8. Myszy przeniesiono do zamkniętego i kontrolowanego temperatury systemu kalorymetrii w Sable Systems Internationals (Nevada, USA), który obejmował monitory jakości żywności i wody oraz rejestrację ramki BZ1 Prometionion BZ1 Poziomy aktywności poprzez pomiar pęknięć wiązki. XYZ. Myszy (n = 8) umieszczono indywidualnie przy 22, 25, 27,5 lub 30 ° C przy użyciu pościeli, ale bez schronienia i materiału gniazdowego na świetle 12: 12-godzinnym: ciemny cykl (światło: 06: 00–18:00) . 2500 ml/min. Myszy aklimatyzowano przez 7 dni przed rejestracją. Nagrania zostały zebrane cztery dni z rzędu. Następnie myszy utrzymywano w odpowiednich temperaturach w 25, 27,5 i 30 ° C przez dodatkowe 12 dni, po czym dodano koncentraty komórkowe, jak opisano poniżej. Tymczasem grupy myszy utrzymywane w 22 ° C utrzymywano w tej temperaturze przez kolejne dwa dni (w celu zebrania nowych danych wyjściowych), a następnie temperaturę zwiększano w stopniach 2 ° C co drugi dzień na początku fazy świetlnej ( 06:00) Aż do osiągnięcia 30 ° C, temperatura obniżono do 22 ° C i dane zebrano przez kolejne dwa dni. Po dwóch dodatkowych dniach rejestracji w 22 ° C skórki dodano do wszystkich komórek we wszystkich temperaturach, a gromadzenie danych rozpoczęło się drugiego dnia (dzień 17) i przez trzy dni. Po tym (dzień 20) materiał gniazdowania (8-10 g) dodano do wszystkich komórek na początku cyklu światła (06:00) i dane zebrano przez kolejne trzy dni. Tak więc, pod koniec badania, myszy utrzymywane w 22 ° C utrzymywano w tej temperaturze przez 21/33 dni i w 22 ° C przez ostatnie 8 dni, podczas gdy myszy w innych temperaturach utrzymywano w tej temperaturze przez 33 dni. /33 dni. Myszy karmiono w okresie badania.
Normalna waga i myszy Dio były zgodne z tymi samymi procedurami badania. W dniu -9 myszy zważono, skanowano MRI i podzielono na grupy porównywalne pod względem masy ciała i składu ciała. W dniu -7 myszy przeniesiono do zamkniętego systemu kalorymetrii kontrolowanej temperatury produkowanego przez Sable Systems International (Nevada, USA). Myszy trzymano indywidualnie z pościeli, ale bez materiałów gniazdowania lub schronienia. Temperatura jest ustawiona na 22, 25, 27,5 lub 30 ° C. Po tygodniu aklimatyzacji (dni -7 do 0 zwierzęta nie zostały zakłócone), dane zebrano w cztery kolejne dni (dni 0-4, dane pokazane na ryc. 1, 2, 5). Następnie myszy utrzymywane na 25, 27,5 i 30 ° C były utrzymywane w stałych warunkach do 17 dnia. Jednocześnie temperatura w grupie 22 ° C zwiększano co drugi dzień w odstępach 2 ° C poprzez regulację cyklu temperatury (06:00 h) na początku ekspozycji na światło (dane pokazano na ryc. 1) . W dniu 15 temperatura spadła do 22 ° C i zebrano dwa dni danych w celu dostarczenia danych wyjściowych do kolejnych zabiegów. Skórki dodano do wszystkich myszy w dniu 17, a materiał gniazdowania dodano w dniu 20 (ryc. 5). 23 dnia myszy zważono i poddano skanowaniu MRI, a następnie pozostawiono sam na 24 godziny. W dniach 24 myszy pościły od początku fotoperiodu (06:00) i otrzymano OGTT (2 g/kg) o 12:00 (6-7 godzin pości). Następnie myszy zwrócono do ich odpowiednich warunków sobolowych i uśmiercone drugiego dnia (dzień 25).
Myszy DIO (n = 8) były zgodne z tym samym protokołem jak myszy normalnej masy (jak opisano powyżej i na rycinie 8). Myszy utrzymywały 45% HFD podczas eksperymentu z wydatkiem energetycznym.
VO2 i VCO2, a także ciśnienie pary wodne, rejestrowano z częstotliwością 1 Hz ze stałą czasową komórki 2,5 min. Spożycie żywności i wody zebrano przez ciągłe rejestrowanie (1 Hz) ciężaru żywności i wiaderów wodnych. Zastosowany monitor jakości zgłosił rozdzielczość 0,002 g. Poziomy aktywności zarejestrowano za pomocą monitora tablicy wiązki XYZ 3D, dane zebrano przy rozdzielczości wewnętrznej 240 Hz i zgłaszano co sekundę w celu kwantyfikacji całkowitej przebycia (M) z skuteczną rozdzielczością przestrzenną 0,25 cm. Dane zostały przetworzone za pomocą Sable Systems Macro Interpreter V.2.41, obliczając EE i RER i filtrowanie wartości odstających (np. Wydarzenia fałszywych posiłków). Interpreter makro jest skonfigurowany do danych danych dla wszystkich parametrów co pięć minut.
Oprócz regulacji EE, temperatura otoczenia może również regulować inne aspekty metabolizmu, w tym poresji metabolizmu glukozy, poprzez regulację wydzielania hormonów metabolizujących glukozę. Aby przetestować tę hipotezę, w końcu zakończyliśmy badanie temperatury ciała, wywołując myszy o normalnej masie z doustnym obciążeniem glukozy (2 g/kg). Metody są szczegółowo opisane w dodatkowych materiałach.
Pod koniec badania (dzień 25) myszy pościły przez 2-3 godziny (począwszy od 06:00), znieczulono izofluranem i całkowicie krwawione przez żyłkę retroorbitalną. Ocena ilościowa lipidów i hormonów w osoczu i lipidów w wątrobie opisano w materiałach uzupełniających.
Aby zbadać, czy temperatura skorupy powoduje wewnętrzne zmiany w tkance tłuszczowej wpływającej na lipolizę, pachwinowe i najądrzowe tkankę tłuszczową wycięto bezpośrednio od myszy po ostatnim stadium krwawienia. Tkanki przetwarzano przy użyciu nowo opracowanego testu lipolizy ex vivo opisanego w metodach uzupełniających.
Brązową tkankę tłuszczową (BAT) zebrano w dniu końca badania i przetworzono jak opisano w metodach uzupełniających.
Dane są przedstawiane jako średnia ± SEM. Wykresy zostały utworzone w Graphpad Prism 9 (La Jolla, Kalifornia), a grafikę edytowano w Adobe Illustrator (Adobe Systems Incorporated, San Jose, Kalifornia). Istotność statystyczną oceniono w Graphpad Prism i badano za pomocą sparowanego testu t, powtarzane miary jednokierunkowe/dwukierunkowe ANOVA, a następnie test wielokrotnych porównań Tukeya lub niesparowaną jednokierunkową ANOVA, a następnie testem wielu porównań Tukeya w razie potrzeby. Rozkład Gaussa danych został zatwierdzony przez test normalności D'Agostino-Pearson przed testowaniem. Wielkość próbki jest wskazana w odpowiedniej części sekcji „Wyniki”, a także w legendzie. Powtarzanie jest definiowane jako każdy pomiar wykonany na tym samym zwierzęciu (in vivo lub na próbce tkanki). Jeśli chodzi o odtwarzalność danych, powiązanie wydatków energetycznych a temperaturą przypadku zostało wykazane w czterech niezależnych badaniach z wykorzystaniem różnych myszy o podobnym projekcie badań.
Szczegółowe protokoły eksperymentalne, materiały i surowe dane są dostępne na rozsądne żądanie wiodącego autora Rune E. Kuhre. To badanie nie wygenerowało nowych unikalnych odczynników, transgenicznych linii zwierzęcych/komórkowych ani danych sekwencjonowania.
Aby uzyskać więcej informacji na temat projektowania badań, zobacz Raport Nature Research Abstract powiązany z tym artykułem.
Wszystkie dane tworzą wykres. 1-7 zostały zdeponowane w repozytorium bazy danych naukowych, numer dostępu: 1253.11.sciendB.02284 lub https://doi.org/10.57760/sciendb.02284. Dane pokazane w ESM mogą być wysyłane do Rune E Kuhre po rozsądnych testach.
Nilsson, C., Raun, K., Yan, FF, Larsen, Mo & Tang-Christensen, M. Zwierzęta laboratoryjne jako zastępcze modele ludzkiej otyłości. Nilsson, C., Raun, K., Yan, FF, Larsen, Mo & Tang-Christensen, M. Zwierzęta laboratoryjne jako zastępcze modele ludzkiej otyłości.Nilsson K, Raun K, Yang FF, Larsen MO. i Tang-Christensen M. Zwierzęta laboratoryjne jako zastępcze modele ludzkiej otyłości. Nilsson, C., Raun, K., Yan, FF, Larsen, Mo & Tang-Christensen, M. 实验动物作为人类肥胖的替代模型。 Nilsson, C., Raun, K., Yan, FF, Larsen, Mo & Tang-Christensen, M. Zwierzęta eksperymentalne jako model zastępczy dla ludzi.Nilsson K, Raun K, Yang FF, Larsen MO. i Tang-Christensen M. Zwierzęta laboratoryjne jako zastępcze modele otyłości u ludzi.Acta Pharmacology. Crime 33, 173–181 (2012).
Gilpin, obliczenie DA nowej stałej MIE i eksperymentalne określenie wielkości poparzenia. Burns 22, 607–611 (1996).
Gordon, SJ System termoregulacyjny myszy: jego implikacje dla przeniesienia danych biomedycznych na ludzi. fizjologia. Zachowanie. 179, 55-66 (2017).
Fischer, AW, Csikasz, RI, von Essen, G., Cannon, B. & Nedergaard, J. Brak działania otyłości. Fischer, AW, Csikasz, RI, von Essen, G., Cannon, B. & Nedergaard, J. Brak działania otyłości.Fischer AW, Chikash RI, von Essen G., Cannon B. i Nedergaard J. Brak działania otyłości. Fischer, AW, Csikasz, RI, von Essen, G., Cannon, B. & Nedergaard, J. 肥胖没有绝缘作用。 Fischer, AW, Csikasz, RI, von Essen, G., Cannon, B. & Nedergaard, J. Fischer, AW, Csikasz, RI, von Essen, G., Cannon, B. & Nedergaard, J. жжирение не имет изолирющющего э salw. Fischer, AW, Csikasz, RI, von Essen, G., Cannon, B. & Nedergaard, J. Otyłość nie ma wpływu izolacyjnego.Tak. J. Fizjologia. dokrewny. metabolizm. 311, E202 - E213 (2016).
Lee, P. i in. Brązowa tkanka tłuszczowa przystosowana do temperatury moduluje wrażliwość na insulinę. Diabetes 63, 3686–3698 (2014).
Nakhon, KJ i in. Niższa temperatura krytyczna i termogeneza indukowana na zimno były odwrotnie związane z masą ciała i podstawową szybkością metabolizmu u osób chudy i nadwagi. J. ciepło. biologia. 69, 238–248 (2017).
Fischer, AW, Cannon, B. & Nedergaard, J. Optymalne temperatury mieszkaniowe myszy do naśladowania środowiska termicznego ludzi: badanie eksperymentalne. Fischer, AW, Cannon, B. & Nedergaard, J. Optymalne temperatury mieszkaniowe myszy do naśladowania środowiska termicznego ludzi: badanie eksperymentalne.Fischer, AW, Cannon, B. i Nedergaard, J. Optymalne temperatury domu myszy do naśladowania ludzkiego środowiska termicznego: badanie eksperymentalne. Fischer, AW, Cannon, B. & Nedergaard, J. ： ： 一项实验研究。 Fischer, AW, Cannon, B. & Nedergaard, J.Fisher AW, Cannon B. i Nedergaard J. Optymalna temperatura obudowy myszy symulujących ludzkie środowisko termiczne: badanie eksperymentalne.Moore. metabolizm. 7, 161–170 (2018).
Keijer, J., Li, M. & Speakman, Jr Jaka jest najlepsza temperatura mieszkaniowa do tłumaczenia eksperymentów myszy na ludzi? Keijer, J., Li, M. & Speakman, Jr Jaka jest najlepsza temperatura mieszkaniowa do tłumaczenia eksperymentów myszy na ludzi?Keyer J, Lee M i Speakman Jr Jaka jest najlepsza temperatura pokojowa do przenoszenia eksperymentów myszy na ludzi? Keijer, J., Li, M. & Speakman, Jr 将小鼠实验转化为人类的最佳外壳温度是多少？ Keijer, J., Li, M. & Speakman, JrKeyer J, Lee M i Speakman Jr Jaka jest optymalna temperatura skorupy do przenoszenia eksperymentów myszy na ludzi?Moore. metabolizm. 25, 168–176 (2019).
Myszy Seeley, RJ i MacDougald, OA jako eksperymentalne modele fizjologii człowieka: gdy w przypadku znaczenia temperatury mieszkaniowej. Myszy Seeley, RJ i MacDougald, OA jako eksperymentalne modele fizjologii człowieka: gdy w przypadku znaczenia temperatury mieszkaniowej. Seeley, rj & macdougald, oa ышыши кк экkunееиментальные модели для физиологии человекаalne значение. Myszy Seeley, RJ i MacDougald, OA jako eksperymentalne modele fizjologii człowieka: kiedy kilka stopni w mieszkaniu robi różnicę. Seeley, RJ i MacDougald, OA 小鼠作为人类生理学的实验模型 ： 当几度的住房温度很重要时。 Seeley, RJ i MacDougald, OA Ышыши seeley, rj & macdougald, oa как экkunреиментальная модель физиологии человека: когда несколько г аaрщщщ finansowej имеют значение. Myszy Seeley, RJ i MacDougald, OA jako eksperymentalny model fizjologii ludzkiej: gdy ma znaczenie kilka stopni temperatury pokojowej.Metabolizm narodowy. 3, 443–445 (2021).
Fischer, AW, Cannon, B. & Nedergaard, J. Odpowiedź na pytanie „Jaka jest najlepsza temperatura mieszkaniowa do tłumaczenia eksperymentów myszy na ludzi?” Fischer, AW, Cannon, B. & Nedergaard, J. Odpowiedź na pytanie „Jaka jest najlepsza temperatura mieszkaniowa do tłumaczenia eksperymentów myszy na ludzi?” Fischer, AW, Cannon, B. & Nedergaard, J. Odpowiedz na pytanie „Jaka jest najlepsza temperatura pokojowa do przenoszenia eksperymentów myszy na ludzi?” Fischer, AW, Cannon, B. & Nedergaard, J. 问题的答案 „将小鼠实验转化为人类的最佳外壳温度是多少？” Fischer, AW, Cannon, B. & Nedergaard, J.Fisher AW, Cannon B. i Nedergaard J. Odpowiadają na pytanie „Jaka jest optymalna temperatura skorupy do przenoszenia eksperymentów myszy na ludzi?”Tak: termoneutral. Moore. metabolizm. 26, 1-3 (2019).
Czas po: 28-2022 października
