Dziękujemy za odwiedzenie Nature.com.Wersja przeglądarki, której używasz, ma ograniczoną obsługę CSS.Aby uzyskać najlepsze wrażenia, zalecamy korzystanie ze zaktualizowanej przeglądarki (lub wyłączenie trybu zgodności w Internet Explorerze).W międzyczasie, aby zapewnić ciągłe wsparcie, będziemy renderować witrynę bez stylów i języka JavaScript.
Większość badań metabolicznych na myszach przeprowadza się w temperaturze pokojowej, chociaż w tych warunkach, w przeciwieństwie do ludzi, myszy zużywają dużo energii na utrzymanie temperatury wewnętrznej.Tutaj opisujemy normalną wagę i otyłość wywołaną dietą (DIO) u myszy C57BL / 6J karmionych odpowiednio chow chow lub 45% dietą wysokotłuszczową.Myszy umieszczono na 33 dni w temperaturze 22, 25, 27,5 i 30°C w systemie kalorymetrii pośredniej.Pokazujemy, że wydatek energetyczny wzrasta liniowo od 30°C do 22°C i jest o około 30% wyższy w 22°C w obu modelach myszy.U myszy o normalnej wadze spożycie pokarmu przeciwdziałało EE.I odwrotnie, myszy DIO nie zmniejszyły spożycia pokarmu, gdy zmniejszyło się EE.Tak więc pod koniec badania myszy w temperaturze 30°C miały wyższą masę ciała, masę tłuszczu oraz glicerol i triglicerydy w osoczu niż myszy w temperaturze 22°C.Brak równowagi u myszy DIO może wynikać ze zwiększonej diety opartej na przyjemności.
Mysz jest najczęściej używanym modelem zwierzęcym do badania fizjologii i patofizjologii człowieka i często jest domyślnym zwierzęciem wykorzystywanym na wczesnych etapach odkrywania i opracowywania leków.Jednak myszy różnią się od ludzi kilkoma ważnymi fizjologicznymi aspektami i chociaż skalowanie allometryczne można w pewnym stopniu wykorzystać do przełożenia na ludzi, ogromne różnice między myszami a ludźmi leżą w termoregulacji i homeostazie energetycznej.Świadczy to o fundamentalnej niekonsekwencji.Średnia masa ciała dorosłych myszy jest co najmniej tysiąc razy mniejsza niż dorosłych (50 g vs. 50 kg), a stosunek powierzchni do masy różni się około 400 razy z powodu nieliniowej transformacji geometrycznej opisanej przez Mee .Równanie 2. W rezultacie myszy tracą znacznie więcej ciepła w stosunku do swojej objętości, więc są bardziej wrażliwe na temperaturę, bardziej podatne na hipotermię i mają średnią podstawową przemianę materii dziesięć razy wyższą niż ludzie.W standardowej temperaturze pokojowej (~22°C) myszy muszą zwiększyć swój całkowity wydatek energetyczny (EE) o około 30%, aby utrzymać temperaturę ciała.W niższych temperaturach EE wzrasta jeszcze bardziej o około 50% i 100% przy 15 i 7°C w porównaniu z EE przy 22°C.Tak więc standardowe warunki mieszkaniowe wywołują reakcję na stres związany z zimnem, co może zagrozić możliwości przenoszenia wyników myszy na ludzi, ponieważ ludzie żyjący w nowoczesnych społeczeństwach spędzają większość czasu w warunkach neutralnych termicznie (ponieważ nasz niższy stosunek powierzchni do objętości sprawia, że jesteśmy mniej wrażliwi na temperatura, ponieważ tworzymy wokół nas strefę termoneutralną (TNZ, EE powyżej podstawowej przemiany materii) obejmuje ~19 do 30°C6, podczas gdy myszy mają wyższe i węższe pasmo obejmujące tylko 2–4°C7,8 W rzeczywistości to ważne aspekt ten zyskał w ostatnich latach znaczną uwagę4,7,8,9,10,11,12 i zasugerowano, że niektóre „różnice gatunkowe” można złagodzić poprzez zwiększenie temperatury muszli 9. Jednak nie ma zgody co do zakresu temperatur co stanowi termoobojętność u myszy.Tak więc, czy niższa temperatura krytyczna w zakresie termoneutralnym u myszy z jednym kolanem jest bliższa 25°C, czy bliższa 30°C4, 7, 8, 10, 12, pozostaje kontrowersyjna.EE i inne parametry metaboliczne zostały ograniczone do godzin lub dni, więc stopień, w jakim długotrwała ekspozycja na różne temperatury może wpływać na parametry metaboliczne, takie jak masa ciała, jest niejasny.spożycie, wykorzystanie substratu, tolerancja glukozy, stężenie lipidów i glukozy w osoczu oraz hormony regulujące apetyt.Ponadto potrzebne są dalsze badania, aby ustalić, w jakim stopniu dieta może wpływać na te parametry (myszy DIO na diecie wysokotłuszczowej mogą być bardziej zorientowane na dietę opartą na przyjemności (hedonicznej)).Aby uzyskać więcej informacji na ten temat, zbadaliśmy wpływ temperatury hodowli na wyżej wymienione parametry metaboliczne u dorosłych samców myszy o normalnej masie ciała i samców myszy otyłych dietą (DIO) na diecie wysokotłuszczowej 45%.Myszy trzymano w temperaturze 22, 25, 27,5 lub 30°C przez co najmniej trzy tygodnie.Temperatury poniżej 22°C nie były badane, ponieważ w standardowym pomieszczeniu dla zwierząt rzadko panuje temperatura poniżej temperatury pokojowej.Odkryliśmy, że myszy DIO o normalnej wadze i jednokołowe reagowały podobnie na zmiany temperatury w pomieszczeniu pod względem EE i niezależnie od stanu pomieszczenia (z schronieniem / materiałem do gniazdowania lub bez).Jednakże, podczas gdy myszy o normalnej wadze dostosowywały spożycie pokarmu zgodnie z EE, spożycie pokarmu myszy DIO było w dużej mierze niezależne od EE, co powodowało, że myszy przybierały na wadze.Według danych dotyczących masy ciała, stężenia lipidów i ciał ketonowych w osoczu wykazały, że myszy DIO w temperaturze 30°C miały bardziej dodatni bilans energetyczny niż myszy w temperaturze 22°C.Przyczyny leżące u podstaw różnic w bilansie poboru energii i EE między myszami o normalnej wadze i myszami DIO wymagają dalszych badań, ale mogą być związane ze zmianami patofizjologicznymi u myszy DIO i wpływem diety opartej na przyjemności w wyniku diety otyłej.
EE wzrastało liniowo od 30 do 22°C i było o około 30% wyższe w 22°C w porównaniu do 30°C (ryc. 1a, b).Szybkość wymiany oddechowej (RER) była niezależna od temperatury (ryc. 1c, d).Spożycie pokarmu było zgodne z dynamiką EE i wzrastało wraz ze spadkiem temperatury (również o ~ 30% wyższe w 22 ° C w porównaniu do 30 ° C (ryc. 1e, f). Pobór wody. Objętość i poziom aktywności nie zależały od temperatury (ryc. 1g).-do).
Samce myszy (C57BL/6J, w wieku 20 tygodni, w oddzielnych pomieszczeniach, n=7) trzymano w klatkach metabolicznych w temperaturze 22°C przez jeden tydzień przed rozpoczęciem badania.Dwa dni po zebraniu danych tła temperaturę podnoszono w krokach co 2°C o godzinie 06:00 dziennie (początek fazy jasnej).Dane przedstawiono jako średnią ± błąd standardowy średniej, a fazę ciemną (18:00–06:00) przedstawiono w szarym polu.a Wydatek energetyczny (kcal/h), b Całkowity wydatek energetyczny w różnych temperaturach (kcal/24 h), c Współczynnik wymiany oddechowej (VCO2/VO2: 0,7–1,0), d Średni RER w fazie jasnej i ciemnej (VCO2/VO2) (wartość zerowa jest zdefiniowana jako 0,7).e skumulowane spożycie pokarmu (g), f 24h całkowite spożycie pokarmu, g 24h całkowite spożycie wody (ml), h 24h całkowite spożycie wody, i skumulowany poziom aktywności (m) i j całkowity poziom aktywności (m/24h).).Myszy trzymano we wskazanej temperaturze przez 48 godzin.Dane pokazane dla 24, 26, 28 i 30°C odnoszą się do ostatnich 24 godzin każdego cyklu.Myszy pozostawały karmione przez całe badanie.Istotność statystyczną testowano przez powtarzane pomiary jednokierunkowej analizy ANOVA, a następnie test porównań wielokrotnych Tukeya.Gwiazdki wskazują istotność dla początkowej wartości 22°C, cieniowanie wskazuje istotność między innymi grupami, jak wskazano. *P < 0,05, **P < 0,01, **P < 0,001, ****P < 0,0001. *P < 0,05, **P < 0,01, **P < 0,001, ****P < 0,0001. *P <0,05, **P <0,01, **P <0,001, ****P <0,0001. *P<0,05, **P<0,01, **P<0,001, ****P<0,0001. *P < 0,05, ** P < 0,01, ** P < 0,001, **** P < 0,0001. *P < 0,05, ** P < 0,01, ** P < 0,001, **** P < 0,0001. *P <0,05, **P <0,01, **P <0,001, ****P <0,0001. *P<0,05, **P<0,01, **P<0,001, ****P<0,0001.Średnie wartości obliczono dla całego okresu doświadczenia (0-192 godz.).n = 7.
Podobnie jak w przypadku myszy o normalnej wadze, EE wzrastało liniowo wraz ze spadkiem temperatury, iw tym przypadku EE było również o około 30% wyższe w 22 ° C w porównaniu do 30 ° C (ryc. 2a, b).RER nie zmieniał się w różnych temperaturach (ryc. 2c, d).W przeciwieństwie do myszy o normalnej wadze, spożycie pokarmu nie było zgodne z EE w funkcji temperatury pokojowej.Spożycie pokarmu, spożycie wody i poziom aktywności były niezależne od temperatury (ryc. 2e – j).
Samce myszy (C57BL/6J, 20 tygodni) myszy DIO trzymano pojedynczo w klatkach metabolicznych w temperaturze 22°C przez jeden tydzień przed rozpoczęciem badania.Myszy mogą stosować ad libitum 45% HFD.Po aklimatyzacji przez dwa dni zebrano dane wyjściowe.Następnie temperaturę podnoszono w krokach co 2°C co drugi dzień o godzinie 06:00 (początek fazy jasnej).Dane przedstawiono jako średnią ± błąd standardowy średniej, a fazę ciemną (18:00–06:00) przedstawiono w szarym polu.a Wydatek energetyczny (kcal/h), b Całkowity wydatek energetyczny w różnych temperaturach (kcal/24 h), c Współczynnik wymiany oddechowej (VCO2/VO2: 0,7–1,0), d Średni RER w fazie jasnej i ciemnej (VCO2/VO2) (wartość zerowa jest zdefiniowana jako 0,7).e skumulowane spożycie pokarmu (g), f 24h całkowite spożycie pokarmu, g 24h całkowite spożycie wody (ml), h 24h całkowite spożycie wody, i skumulowany poziom aktywności (m) i j całkowity poziom aktywności (m/24h).).Myszy trzymano we wskazanej temperaturze przez 48 godzin.Dane pokazane dla 24, 26, 28 i 30°C odnoszą się do ostatnich 24 godzin każdego cyklu.Myszy utrzymywano przy 45% HFD do końca badania.Istotność statystyczną testowano przez powtarzane pomiary jednokierunkowej analizy ANOVA, a następnie test porównań wielokrotnych Tukeya.Gwiazdki wskazują istotność dla początkowej wartości 22°C, cieniowanie wskazuje istotność między innymi grupami, jak wskazano. *P < 0,05, ***P < 0,001, ****P < 0,0001. *P < 0,05, ***P < 0,001, ****P < 0,0001. *Р<0,05, ***Р<0,001, ****Р<0,0001. *P<0,05, ***P<0,001, ****P<0,0001. *P < 0,05, *** P < 0,001, **** P < 0,0001. *P < 0,05, *** P < 0,001, **** P < 0,0001. *Р<0,05, ***Р<0,001, ****Р<0,0001. *P<0,05, ***P<0,001, ****P<0,0001.Średnie wartości obliczono dla całego okresu doświadczenia (0-192 godz.).n = 7.
W kolejnej serii eksperymentów zbadaliśmy wpływ temperatury otoczenia na te same parametry, ale tym razem pomiędzy grupami myszy, które były stale utrzymywane w określonej temperaturze.Myszy podzielono na cztery grupy, aby zminimalizować zmiany statystyczne średniej i odchylenia standardowego masy ciała, tłuszczu i normalnej masy ciała (ryc. 3a – c).Po 7 dniach aklimatyzacji zarejestrowano 4,5 dnia EE.EE ma znaczący wpływ na temperaturę otoczenia zarówno w ciągu dnia, jak iw nocy (ryc. 3d) i rośnie liniowo wraz ze spadkiem temperatury od 27,5 ° C do 22 ° C (ryc. 3e).W porównaniu z innymi grupami RER grupy 25°C był nieco zmniejszony i nie było różnic między pozostałymi grupami (ryc. 3f, g).Spożycie pokarmu równolegle do wzoru EE a wzrosło o około 30% w 22 ° C w porównaniu do 30 ° C (ryc. 3h, i).Zużycie wody i poziomy aktywności nie różniły się istotnie między grupami (ryc. 3j, k).Ekspozycja na różne temperatury przez okres do 33 dni nie doprowadziła do różnic w masie ciała, masie beztłuszczowej i masie tłuszczu pomiędzy grupami (ryc. 3n-s), ale spowodowała spadek beztłuszczowej masy ciała o około 15% w porównaniu z wyniki zgłaszane przez samych siebie (ryc. 3n-s).3b, r, c)), a masa tłuszczu wzrosła ponad 2-krotnie (od ~1 g do 2–3 g, ryc. 3c, t, c).Niestety szafka 30°C ma błędy kalibracji i nie może dostarczyć dokładnych danych EE i RER.
- Masa ciała (a), masa beztłuszczowa (b) i masa tłuszczowa (c) po 8 dniach (dzień przed przeniesieniem do systemu SABLE).d Zużycie energii (kcal/h).e Średnie zużycie energii (0–108 godzin) w różnych temperaturach (kcal/24 godziny).f Współczynnik wymiany oddechowej (RER) (VCO2/VO2).g Średni RER (VCO2/VO2).h Całkowite spożycie pokarmu (g).i Średnie spożycie pokarmu (g/24 godziny).j Całkowite zużycie wody (ml).k Średnie zużycie wody (ml/24h).l Skumulowany poziom aktywności (m).m Średni poziom aktywności (m/24 h).n masa ciała w 18 dniu, o zmiana masy ciała (od -8 do dnia 18), masa tłuszczowa w dniu 18, q zmiana masy beztłuszczowej (od -8 do dnia 18), r masa tkanki tłuszczowej w dniu 18 i zmiany masy tkanki tłuszczowej (od -8 do 18 dni).Istotność statystyczną powtarzanych pomiarów zbadano za pomocą Oneway-ANOVA, a następnie testu porównań wielokrotnych Tukeya. *P < 0,05, **P < 0,01, ***P < 0,001, ****P < 0,0001. *P < 0,05, **P < 0,01, ***P < 0,001, ****P < 0,0001. *P <0,05, **P <0,01, ***P <0,001, ****P <0,0001. *P<0,05, **P<0,01, ***P<0,001, ****P<0,0001. *P < 0,05, ** P < 0,01, *** P < 0,001, **** P < 0,0001. *P < 0,05, ** P < 0,01, *** P < 0,001, **** P < 0,0001. *P <0,05, **P <0,01, ***P <0,001, ****P <0,0001. *P<0,05, **P<0,01, ***P<0,001, ****P<0,0001.Dane przedstawiono jako średnią + błąd standardowy średniej, faza ciemna (18:00-06:00 h) jest reprezentowana przez szare prostokąty.Kropki na histogramach reprezentują poszczególne myszy.Średnie wartości obliczono dla całego okresu doświadczenia (0-108 godzin).n = 7.
Myszy dopasowano pod względem masy ciała, masy beztłuszczowej i masy tłuszczu na początku badania (ryc. 4a – c) i utrzymywano w 22, 25, 27, 5 i 30 ° C, jak w badaniach na myszach o normalnej wadze..Porównując grupy myszy, związek między EE a temperaturą wykazał podobny liniowy związek z temperaturą w czasie u tych samych myszy.Zatem myszy trzymane w 22°C zużywały około 30% więcej energii niż myszy trzymane w 30°C (ryc. 4d, e).Podczas badania efektów u zwierząt temperatura nie zawsze wpływała na RER (ryc. 4f, g).Temperatura nie miała istotnego wpływu na spożycie pokarmu, spożycie wody i aktywność (ryc. 4h – m).Po 33 dniach hodowli myszy w temperaturze 30°C miały znacznie większą masę ciała niż myszy w temperaturze 22°C (ryc. 4n).W porównaniu z ich odpowiednimi punktami wyjściowymi, myszy hodowane w temperaturze 30°C miały znacznie większą masę ciała niż myszy hodowane w temperaturze 22°C (średnia ± błąd standardowy średniej: ryc. 4o).Stosunkowo wyższy przyrost masy ciała był raczej spowodowany wzrostem masy tłuszczowej (ryc. 4p, q) niż wzrostem beztłuszczowej masy (ryc. 4r, s).Zgodnie z niższą wartością EE w 30°C, ekspresja kilku genów BAT, które zwiększają funkcję/aktywność BAT, została zmniejszona w 30°C w porównaniu z 22°C: Adra1a, Adrb3 i Prdm16.Inne kluczowe geny, które również zwiększają funkcję/aktywność BAT, nie zostały naruszone: Sema3a (regulacja wzrostu neurytów), Tfam (biogeneza mitochondrialna), Adrb1, Adra2a, Pck1 (glukoneogeneza) i Cpt1a.Co zaskakujące, Ucp1 i Vegf-a, związane ze zwiększoną aktywnością termogeniczną, nie zmniejszyły się w grupie 30°C.W rzeczywistości poziomy Ucp1 u trzech myszy były wyższe niż w grupie 22°C, a Vegf-a i Adrb2 były znacznie podwyższone.W porównaniu z grupą 22 ° C, myszy utrzymywane w 25 ° C i 27, 5 ° C nie wykazały żadnych zmian (rysunek uzupełniający 1).
- Masa ciała (a), masa beztłuszczowa (b) i masa tłuszczowa (c) po 9 dniach (dzień przed przeniesieniem do systemu SABLE).d Zużycie energii (EE, kcal/h).e Średnie zużycie energii (0–96 godzin) w różnych temperaturach (kcal/24 godziny).f Współczynnik wymiany oddechowej (RER, VCO2/VO2).g Średni RER (VCO2/VO2).h Całkowite spożycie pokarmu (g).i Średnie spożycie pokarmu (g/24 godziny).j Całkowite zużycie wody (ml).k Średnie zużycie wody (ml/24h).l Skumulowany poziom aktywności (m).m Średni poziom aktywności (m/24 h).n Masa ciała w dniu 23 (g), o Zmiana masy ciała, p Masa beztłuszczowa, q Zmiana masy beztłuszczowej (g) w dniu 23 w porównaniu z dniem 9, Zmiana masy tłuszczowej (g) w dniu 23, tłuszcz masa (g) w porównaniu z dniem 8, dzień 23 w porównaniu z dniem -8.Istotność statystyczną powtarzanych pomiarów zbadano za pomocą Oneway-ANOVA, a następnie testu porównań wielokrotnych Tukeya. *P < 0,05, ***P < 0,001, ****P < 0,0001. *P < 0,05, ***P < 0,001, ****P < 0,0001. *Р<0,05, ***Р<0,001, ****Р<0,0001. *P<0,05, ***P<0,001, ****P<0,0001. *P < 0,05, *** P < 0,001, **** P < 0,0001. *P < 0,05, *** P < 0,001, **** P < 0,0001. *Р<0,05, ***Р<0,001, ****Р<0,0001. *P<0,05, ***P<0,001, ****P<0,0001.Dane przedstawiono jako średnią + błąd standardowy średniej, faza ciemna (18:00-06:00 h) jest reprezentowana przez szare prostokąty.Kropki na histogramach reprezentują poszczególne myszy.Średnie wartości obliczono dla całego okresu doświadczenia (0-96 godzin).n = 7.
Podobnie jak ludzie, myszy często tworzą mikrośrodowiska, aby zmniejszyć utratę ciepła do otoczenia.Aby określić ilościowo znaczenie tego środowiska dla EE, oceniliśmy EE w 22, 25, 27,5 i 30 ° C, ze skórzanymi osłonami i materiałem do gniazdowania lub bez.W temperaturze 22°C dodanie standardowych skór zmniejsza EE o około 4%.Późniejsze dodanie materiału gniazdowego zmniejszyło EE o 3–4% (ryc. 5a, b).Nie zaobserwowano znaczących zmian w RER, spożyciu pokarmu, poborze wody lub poziomie aktywności po dodaniu domów lub skór + ściółki (ryc. 5i – p).Dodanie skóry i materiału do gniazdowania również znacznie zmniejszyło EE w 25 i 30 ° C, ale odpowiedzi były ilościowo mniejsze.W temperaturze 27,5°C nie zaobserwowano żadnej różnicy.Warto zauważyć, że w tych eksperymentach EE zmniejszało się wraz ze wzrostem temperatury, w tym przypadku o około 57% mniej niż EE w 30 ° C w porównaniu do 22 ° C (ryc. 5c – h).Tę samą analizę przeprowadzono tylko dla fazy lekkiej, w której EE było bliższe podstawowej przemianie materii, ponieważ w tym przypadku myszy odpoczywały głównie w skórze, co skutkowało porównywalnymi wielkościami efektu w różnych temperaturach (Uzupełniająca ryc. 2a – h) .
Dane dla myszy ze schronienia i materiału do gniazdowania (ciemnoniebieski), domu, ale bez materiału do gniazdowania (jasnoniebieski) oraz materiału do domu i gniazda (pomarańczowy).Zużycie energii (EE, kcal/h) dla pomieszczeń a, c, e i g przy 22, 25, 27,5 i 30 °C, b, d, f i h oznacza EE (kcal/h).ip Dane dla myszy trzymanych w temperaturze 22°C: i częstość oddechów (RER, VCO2/VO2), j średnia RER (VCO2/VO2), k skumulowane spożycie pokarmu (g), l średnie spożycie pokarmu (g/24 h), m całkowite spożycie wody (ml), n średnie spożycie wody AUC (ml/24h), o całkowita aktywność (m), p średni poziom aktywności (m/24h).Dane przedstawiono jako średnią + błąd standardowy średniej, faza ciemna (18:00-06:00 h) jest reprezentowana przez szare prostokąty.Kropki na histogramach reprezentują poszczególne myszy.Istotność statystyczną powtarzanych pomiarów zbadano za pomocą Oneway-ANOVA, a następnie testu porównań wielokrotnych Tukeya. *P < 0,05, **P < 0,01. *P < 0,05, **P < 0,01. *Р<0,05, **Р<0,01. *P<0,05, **P<0,01. *P < 0,05，**P < 0,01。 *P < 0,05，**P < 0,01。 *Р<0,05, **Р<0,01. *P<0,05, **P<0,01.Średnie wartości obliczono dla całego okresu doświadczenia (0-72 godz.).n = 7.
U myszy o normalnej masie ciała (2-3 godziny na czczo) odchów w różnych temperaturach nie powodował istotnych różnic w stężeniach TG, 3-HB, cholesterolu, ALT i AST, ale HDL w funkcji temperatury.Rysunek 6a-e).Stężenia leptyny, insuliny, peptydu C i glukagonu w osoczu na czczo również nie różniły się między grupami (ryc. 6g – j).W dniu testu obciążenia glukozą (po 31 dniach w różnych temperaturach) wyjściowy poziom glukozy we krwi (5-6 godzin na czczo) wynosił około 6,5 mM, bez różnic między grupami. Doustne podawanie glukozy znacznie zwiększyło stężenie glukozy we krwi we wszystkich grupach, ale zarówno maksymalne stężenie, jak i przyrostowa powierzchnia pod krzywymi (iAUC) (15–120 min) były niższe w grupie myszy trzymanych w temperaturze 30 ° C (poszczególne punkty czasowe: P <0,05 – P <0,0001, ryc. 6k, l) w porównaniu z myszami trzymanymi w 22, 25 i 27,5 ° C (które nie różniły się między sobą). Doustne podawanie glukozy znacznie zwiększyło stężenie glukozy we krwi we wszystkich grupach, ale zarówno maksymalne stężenie, jak i przyrostowa powierzchnia pod krzywymi (iAUC) (15–120 min) były niższe w grupie myszy trzymanych w temperaturze 30 ° C (poszczególne punkty czasowe: P <0, 05 – P <0, 0001, ryc. 6k, l) w porównaniu z myszami trzymanymi w 22, 25 i 27, 5 ° C (które nie różniły się między sobą). Пероральное введение глюкозы значительно повышало концентрацию глюкозы в крови во всех группах, но как пиковая концентрация, так и площадь приращения под кривыми (iAUC) (15–120 мин) были ниже в группе мышей, содержащихся при 30 °C (отдельные временные точки: P < 0,05–P < 0,0001, ryc. 6k, l) по сравнению с мышами, содержащимися при 22, 25 i 27,5 ° C (kotor nie различались сожду). Doustne podawanie glukozy znacząco zwiększyło stężenie glukozy we krwi we wszystkich grupach, ale zarówno maksymalne stężenie, jak i przyrostowa powierzchnia pod krzywymi (iAUC) (15–120 min) były niższe w grupie myszy w temperaturze 30°C (oddzielne punkty czasowe: P <0,05– P <0,0001, ryc. 6k, l) w porównaniu z myszami trzymanymi w 22, 25 i 27,5 ° C (które nie różniły się od siebie).口服 葡萄糖 的 给 药 显着 增加 了 所有组 的 血糖 浓度 ， 但 在 30 ° C 饲养 的 小鼠组 ， 峰值 浓度 和 曲线 下 增加 面积 (IAC) (15-120 分钟) 均 较 低 （（各 个 时间 点 点 点 点 点 点 点 点 点 点 点 点 点 点 点 点： P < 0,05 – P < 0,0001, 6k, l, 22, 25, 27,5°C.口服 葡萄糖 的 给 药 显着 了 所有组 的 血糖 浓度 但 在 在 在 30 ° C 饲养 小 鼠组 ， 浓度 和 曲线 下 增加 面积 面积 (IAC) (15-120 分钟) 均 较 低 各 个 个 点 点 点 点 点 点 点 点 点 点 点 点 点 点 点 点点 点: P < 0,05 – P < 0,0001, 6k, l, 22, 25, 27,5°CDoustne podawanie glukozy znacząco zwiększyło stężenie glukozy we krwi we wszystkich grupach, ale zarówno maksymalne stężenie, jak i pole pod krzywą (iAUC) (15–120 min) były niższe w grupie myszy karmionych w temperaturze 30°C (wszystkie punkty czasowe).: P < 0,05 – P < 0,0001, ryc. : P < 0,05 – P < 0,0001, ryc.6l, l) w porównaniu z myszami trzymanymi w temperaturze 22, 25 i 27,5°C (brak różnic między sobą).
Stężenia TG, 3-HB, cholesterolu, HDL, ALT, AST, FFA, glicerolu, leptyny, insuliny, peptydu C i glukagonu w osoczu przedstawiono u dorosłych samców myszy DIO (al) po 33 dniach karmienia we wskazanej temperaturze .Myszy nie karmiono 2-3 godziny przed pobraniem krwi.Wyjątkiem był doustny test obciążenia glukozą, który wykonano dwa dni przed zakończeniem badania na myszach głodzonych przez 5-6 godzin i trzymanych w odpowiedniej temperaturze przez 31 dni.Myszy prowokowano 2 g/kg masy ciała.Powierzchnia pod krzywą danych (L) jest wyrażona jako dane przyrostowe (iAUC).Dane przedstawiono jako średnią ± SEM.Kropki reprezentują poszczególne próbki. *P < 0,05, **P < 0,01, **P < 0,001, ****P < 0,0001, n = 7. *P < 0,05, **P < 0,01, **P < 0,001, ****P < 0,0001, n = 7. *P <0,05, **P <0,01, **P <0,001, ****P <0,0001, n = 7. *P<0,05, **P<0,01, **P<0,001, ****P<0,0001, n=7. *P < 0,05, ** P < 0,01, ** P < 0,001, **** P < 0,0001, n = 7. *P < 0,05, ** P < 0,01, ** P < 0,001, **** P < 0,0001, n = 7. *P <0,05, **P <0,01, **P <0,001, ****P <0,0001, n = 7. *P<0,05, **P<0,01, **P<0,001, ****P<0,0001, n=7.
U myszy DIO (również pościły przez 2-3 godziny), stężenia cholesterolu w osoczu, HDL, ALT, AST i FFA nie różniły się między grupami.Zarówno TG, jak i glicerol były znacząco podwyższone w grupie 30 ° C w porównaniu z grupą 22 ° C (ryc. 7a – h).Natomiast 3 GB było o około 25% niższe w temperaturze 30°C w porównaniu z 22°C (Rysunek 7b).Tak więc, chociaż myszy utrzymywane w temperaturze 22°C miały ogólny dodatni bilans energetyczny, jak sugeruje przyrost masy ciała, różnice w stężeniach TG, glicerolu i 3-HB w osoczu sugerują, że myszy w temperaturze 22°C, gdy pobierano próbki, były mniejsze niż w temperaturze 22°C. C.°C.Myszy hodowane w 30 ° C były w stosunkowo bardziej negatywnym stanie energetycznym.Zgodnie z tym, stężenia w wątrobie ekstrahowalnego glicerolu i TG, ale nie glikogenu i cholesterolu, były wyższe w grupie 30 ° C (Uzupełniająca Ryc. 3a-d).Aby zbadać, czy zależne od temperatury różnice w lipolizie (mierzone za pomocą TG w osoczu i glicerolu) są wynikiem wewnętrznych zmian w tłuszczu najądrza lub pachwiny, pod koniec badania wyodrębniliśmy tkankę tłuszczową z tych zapasów i oznaczyliśmy ilościowo wolny kwas tłuszczowy ex żywy.i uwalniania glicerolu.We wszystkich grupach eksperymentalnych próbki tkanki tłuszczowej z depotów najądrza i pachwiny wykazały co najmniej dwukrotny wzrost produkcji glicerolu i FFA w odpowiedzi na stymulację izoproterenolem (Uzupełniająca Ryc. 4a – d).Jednak nie stwierdzono wpływu temperatury otoczki na lipolizę podstawową lub stymulowaną izoproterenolem.Zgodnie z wyższą masą ciała i masą tłuszczu, poziomy leptyny w osoczu były znacznie wyższe w grupie o temperaturze 30 ° C niż w grupie o temperaturze 22 ° C (ryc. 7i).Przeciwnie, poziomy insuliny i peptydu C w osoczu nie różniły się między grupami temperaturowymi (ryc. 7k, k), ale glukagon w osoczu wykazywał zależność od temperatury, ale w tym przypadku prawie 22°C w przeciwnej grupie porównano dwukrotnie do 30°C.Z.Grupa C (ryc. 7l).FGF21 nie różnił się między różnymi grupami temperatur (ryc. 7m).W dniu OGTT wyjściowy poziom glukozy we krwi wynosił około 10 mM i nie różnił się między myszami trzymanymi w różnych temperaturach (ryc. 7n).Doustne podawanie glukozy zwiększało poziom glukozy we krwi i osiągał szczyt we wszystkich grupach przy stężeniu około 18 mM 15 minut po podaniu.Nie było znaczących różnic w iAUC (15–120 min) i stężeniach w różnych punktach czasowych po podaniu dawki (15, 30, 60, 90 i 120 min) (ryc. 7n, o).
Stężenia w osoczu TG, 3-HB, cholesterolu, HDL, ALT, AST, FFA, glicerolu, leptyny, insuliny, peptydu C, glukagonu i FGF21 wykazano u dorosłych samców myszy DIO (ao) po 33 dniach karmienia.określona temperatura.Myszy nie karmiono 2-3 godziny przed pobraniem krwi.Wyjątkiem był doustny test obciążenia glukozą, który wykonano w dawce 2 g/kg masy ciała na dwa dni przed zakończeniem badania na myszach, które były głodzone przez 5-6 godzin i utrzymywane w odpowiedniej temperaturze przez 31 dni.Obszar pod danymi krzywej (o) jest pokazany jako dane przyrostowe (iAUC).Dane przedstawiono jako średnią ± SEM.Kropki reprezentują poszczególne próbki. *P < 0,05, **P < 0,01, **P < 0,001, ****P < 0,0001, n = 7. *P < 0,05, **P < 0,01, **P < 0,001, ****P < 0,0001, n = 7. *P <0,05, **P <0,01, **P <0,001, ****P <0,0001, n = 7. *P<0,05, **P<0,01, **P<0,001, ****P<0,0001, n=7. *P < 0,05, ** P < 0,01, ** P < 0,001, **** P < 0,0001, n = 7. *P < 0,05, ** P < 0,01, ** P < 0,001, **** P < 0,0001, n = 7. *P <0,05, **P <0,01, **P <0,001, ****P <0,0001, n = 7. *P<0,05, **P<0,01, **P<0,001, ****P<0,0001, n=7.
Możliwość przenoszenia danych gryzoni na ludzi jest złożonym zagadnieniem, które odgrywa kluczową rolę w interpretacji znaczenia obserwacji w kontekście badań fizjologicznych i farmakologicznych.Ze względów ekonomicznych i w celu ułatwienia badań myszy są często trzymane w temperaturze pokojowej poniżej ich strefy termoneutralnej, co powoduje aktywację różnych kompensacyjnych systemów fizjologicznych, które zwiększają tempo metabolizmu i potencjalnie upośledzają zdolność do translacji9.Zatem narażenie myszy na zimno może uodpornić myszy na otyłość wywołaną dietą i może zapobiegać hiperglikemii u szczurów leczonych streptozotocyną z powodu zwiększonego transportu glukozy niezależnego od insuliny.Jednak nie jest jasne, w jakim stopniu przedłużona ekspozycja na różne odpowiednie temperatury (od pokojowej do neutralnej termicznie) wpływa na różną homeostazę energetyczną myszy o normalnej wadze (na jedzeniu) i myszy DIO (na HFD) oraz parametry metaboliczne, a także zakres do którego byli w stanie zrównoważyć wzrost EE ze wzrostem spożycia żywności.Badanie przedstawione w tym artykule ma na celu rozjaśnienie tego tematu.
Pokazujemy, że u dorosłych myszy o normalnej wadze i samców myszy DIO EE jest odwrotnie proporcjonalna do temperatury pokojowej między 22 a 30°C.Zatem EE w temperaturze 22°C było o około 30% wyższe niż w temperaturze 30°C.w obu modelach myszy.Jednak ważną różnicą między myszami o normalnej wadze a myszami DIO jest to, że podczas gdy myszy o normalnej wadze dopasowywały EE w niższych temperaturach poprzez odpowiednie dostosowanie spożycia pokarmu, spożycie pokarmu myszy DIO wahało się na różnych poziomach.Temperatury badań były podobne.Po miesiącu myszy DIO trzymane w temperaturze 30°C przybrały na wadze i tłuszczu więcej niż myszy trzymane w temperaturze 22°C, podczas gdy normalni ludzie trzymani w tej samej temperaturze i przez ten sam okres czasu nie doprowadzili do gorączki.zależna różnica masy ciała.myszy wagi.W porównaniu z temperaturami zbliżonymi do temperatury neutralnej termicznie lub w temperaturze pokojowej, wzrost w temperaturze pokojowej spowodował, że myszy DIO lub myszy o normalnej masie ciała na diecie wysokotłuszczowej, ale nie na diecie myszy o normalnej masie ciała, przybrały względnie mniejszą wagę.ciało.Potwierdzone przez inne badania17,18,19,20,21, ale nie przez wszystkie22,23.
Przypuszcza się, że zdolność do tworzenia mikrośrodowiska w celu zmniejszenia strat ciepła przesuwa neutralność termiczną w lewo8, 12. W naszym badaniu zarówno dodanie materiału do gniazdowania, jak i ukrycie zmniejszyły EE, ale nie skutkowały neutralnością termiczną do 28°C.Zatem nasze dane nie potwierdzają, że najniższy punkt neutralności termicznej u dorosłych myszy z pojedynczym kolanem, z domami wzbogaconymi środowiskowo lub bez, powinien wynosić 26-28 ° C, jak pokazano8,12, ale potwierdza to inne badania wykazujące neutralność termiczną.temperatury 30°C u myszy o niskim punkcie7, 10, 24. Aby skomplikować sprawę, wykazano, że punkt termoneutralny u myszy nie jest statyczny w ciągu dnia, ponieważ jest niższy w fazie spoczynku (lekkiej), prawdopodobnie ze względu na niższą kaloryczność w wyniku termogenezy indukowanej aktywnością i dietą.Tak więc w fazie jasnej dolny punkt neutralności termicznej okazuje się ~29°С, aw fazie ciemnej ~33°С25.
Ostatecznie zależność między temperaturą otoczenia a całkowitym zużyciem energii jest określana przez rozpraszanie ciepła.W tym kontekście stosunek pola powierzchni do objętości jest ważnym wyznacznikiem wrażliwości termicznej, wpływającym zarówno na rozpraszanie ciepła (pole powierzchni), jak i wytwarzanie ciepła (objętość).Oprócz pola powierzchni, przenoszenie ciepła zależy również od izolacji (szybkość przenikania ciepła).U ludzi masa tłuszczowa może zmniejszać utratę ciepła, tworząc barierę izolacyjną wokół skorupy ciała, i sugerowano, że masa tłuszczowa jest również ważna dla izolacji termicznej u myszy, obniżając punkt neutralności termicznej i zmniejszając wrażliwość na temperaturę poniżej punktu neutralności cieplnej ( nachylenie krzywej).temperatura otoczenia w porównaniu z EE)12.Nasze badanie nie miało na celu bezpośredniej oceny tego domniemanego związku, ponieważ dane dotyczące składu ciała zebrano 9 dni przed zebraniem danych dotyczących wydatku energetycznego, a masa tłuszczu nie była stabilna w trakcie badania.Jednakże, ponieważ myszy o normalnej wadze i DIO mają o 30% niższy EE w 30°C niż w 22°C pomimo co najmniej 5-krotnej różnicy w masie tłuszczu, nasze dane nie potwierdzają, że otyłość powinna zapewniać podstawową izolację.czynnika, przynajmniej nie w badanym zakresie temperatur.Jest to zgodne z innymi badaniami lepiej zaprojektowanymi do zbadania tego4,24.W badaniach tych efekt izolacyjny otyłości był niewielki, ale stwierdzono, że futro zapewnia 30-50% całkowitej izolacji termicznej4,24.Jednak u martwych myszy przewodność cieplna wzrosła o około 450% bezpośrednio po śmierci, co sugeruje, że izolujące działanie futra jest niezbędne do działania mechanizmów fizjologicznych, w tym skurczu naczyń.Oprócz różnic gatunkowych w sierści między myszami i ludźmi, na słaby efekt izolacyjny otyłości u myszy mogą mieć również wpływ następujące czynniki: Czynnik izolujący ludzkiej masy tłuszczowej jest głównie pośredniczony przez podskórną masę tłuszczową (grubość)26,27.Zwykle u gryzoni Mniej niż 20% całkowitego tłuszczu zwierzęcego28.Ponadto całkowita masa tłuszczu może nawet nie być suboptymalną miarą izolacji termicznej danej osoby, ponieważ argumentowano, że lepsza izolacja termiczna jest równoważona nieuniknionym wzrostem powierzchni (a tym samym zwiększoną utratą ciepła) wraz ze wzrostem masy tłuszczu..
U myszy o normalnej masie ciała stężenia TG, 3-HB, cholesterolu, HDL, ALT i AST w osoczu na czczo nie zmieniały się w różnych temperaturach przez prawie 5 tygodni, prawdopodobnie dlatego, że myszy były w tym samym stanie bilansu energetycznego.miały taką samą wagę i skład ciała jak na koniec badania.Zgodnie z podobieństwem masy tłuszczu, nie było również różnic w poziomach leptyny w osoczu, ani w insulinie na czczo, peptydzie C i glukagonie.Więcej sygnałów znaleziono u myszy DIO.Chociaż myszy w temperaturze 22°C również nie miały ogólnego ujemnego bilansu energetycznego w tym stanie (ponieważ przybierały na wadze), pod koniec badania miały stosunkowo większy niedobór energii w porównaniu z myszami hodowanymi w temperaturze 30°C, w warunkach takich jak: wysokie ketony.produkcji przez organizm (3-GB) oraz spadek stężenia glicerolu i TG w osoczu.Jednak zależne od temperatury różnice w lipolizie nie wydają się być wynikiem wewnętrznych zmian w tłuszczu najądrza lub pachwiny, takich jak zmiany w ekspresji lipazy reagującej na adipohormony, ponieważ FFA i glicerol uwalniane z tłuszczu wyekstrahowanego z tych magazynów znajdują się między temperaturami grupy są do siebie podobne.Chociaż w obecnym badaniu nie badaliśmy napięcia współczulnego, inni odkryli, że (na podstawie częstości akcji serca i średniego ciśnienia tętniczego) jest ono liniowo związane z temperaturą otoczenia u myszy i jest w przybliżeniu niższe w temperaturze 30°C niż w temperaturze 22°C 20% C Zatem zależne od temperatury różnice w napięciu współczulnym mogą odgrywać rolę w lipolizie w naszym badaniu, ale ponieważ wzrost napięcia współczulnego raczej stymuluje niż hamuje lipolizę, inne mechanizmy mogą przeciwdziałać temu spadkowi u hodowanych myszy.Potencjalna rola w rozkładzie tkanki tłuszczowej.Temperatura pokojowa.Co więcej, część stymulującego wpływu napięcia współczulnego na lipolizę jest pośrednio pośredniczona przez silne hamowanie wydzielania insuliny, co podkreśla wpływ suplementacji przerywającej insulinę na lipolizę30, ale w naszym badaniu insulina w osoczu na czczo i współczulny ton peptydu C w różnych temperaturach były nie wystarczy, aby zmienić lipolizę.Zamiast tego stwierdziliśmy, że różnice w stanie energii były najprawdopodobniej głównym czynnikiem przyczyniającym się do tych różnic u myszy DIO.Podstawowe przyczyny, które prowadzą do lepszej regulacji przyjmowania pokarmu za pomocą EE u myszy o normalnej wadze, wymagają dalszych badań.Ogólnie jednak przyjmowanie pokarmu jest kontrolowane przez sygnały homeostatyczne i hedoniczne31,32,33.Chociaż toczy się dyskusja, który z tych dwóch sygnałów jest ilościowo ważniejszy, 31,32,33 dobrze wiadomo, że długotrwałe spożywanie pokarmów o wysokiej zawartości tłuszczu prowadzi do zachowań żywieniowych opartych na przyjemności, które są w pewnym stopniu niezwiązane z homeostaza..– regulowane spożycie pokarmu34,35,36.Dlatego zwiększone hedoniczne zachowanie żywieniowe myszy DIO leczonych 45% HFD może być jednym z powodów, dla których myszy te nie zrównoważyły przyjmowania pokarmu z EE.Co ciekawe, różnice w apetycie i hormonach regulujących poziom glukozy we krwi zaobserwowano również u myszy DIO z kontrolowaną temperaturą, ale nie u myszy o normalnej wadze.U myszy DIO poziom leptyny w osoczu wzrastał wraz z temperaturą, a poziom glukagonu zmniejszał się wraz z temperaturą.Stopień, w jakim temperatura może bezpośrednio wpływać na te różnice, zasługuje na dalsze badania, ale w przypadku leptyny względny ujemny bilans energetyczny, a tym samym niższa masa tłuszczu u myszy w temperaturze 22°C z pewnością odegrał ważną rolę, ponieważ masa tłuszczu i leptyna w osoczu są wysoce skorelowane37.Jednak interpretacja sygnału glukagonu jest bardziej zagadkowa.Podobnie jak w przypadku insuliny, wydzielanie glukagonu było silnie hamowane przez wzrost napięcia współczulnego, ale przewidywano, że najwyższy ton współczulny wystąpi w grupie o temperaturze 22°C, która miała najwyższe stężenie glukagonu w osoczu.Insulina jest kolejnym silnym regulatorem glukagonu w osoczu, a insulinooporność i cukrzyca typu 2 są silnie związane z hiperglukagonemią na czczo i poposiłkową 38,39.Jednak myszy DIO w naszym badaniu były również niewrażliwe na insulinę, więc to również nie mogło być głównym czynnikiem wzrostu sygnalizacji glukagonu w grupie 22 ° C.Zawartość tłuszczu w wątrobie jest również pozytywnie związana ze wzrostem stężenia glukagonu w osoczu, którego mechanizmy z kolei mogą obejmować wątrobową oporność na glukagon, zmniejszoną produkcję mocznika, zwiększone stężenie aminokwasów w krążeniu i zwiększone wydzielanie glukagonu stymulowane aminokwasami40,41, 42.Jednakże, ponieważ możliwe do ekstrakcji stężenia glicerolu i TG nie różniły się między grupami temperaturowymi w naszym badaniu, nie mogło to również być potencjalnym czynnikiem wzrostu stężeń w osoczu w grupie 22°C.Trijodotyronina (T3) odgrywa kluczową rolę w ogólnym tempie metabolizmu i inicjacji metabolicznej obrony przed hipotermią43,44.Zatem stężenie T3 w osoczu, prawdopodobnie kontrolowane przez mechanizmy pośredniczone centralnie, 45,46 wzrasta zarówno u myszy, jak iu ludzi w warunkach mniej niż termoneutralnych47, chociaż wzrost u ludzi jest mniejszy, co jest bardziej predysponowane do myszy.Jest to zgodne z utratą ciepła do otoczenia.W obecnym badaniu nie mierzyliśmy stężeń T3 w osoczu, ale stężenia mogły być niższe w grupie o temperaturze 30 ° C, co może wyjaśniać wpływ tej grupy na poziomy glukagonu w osoczu, ponieważ my (zaktualizowany rysunek 5a) i inni wykazaliśmy, że T3 zwiększa glukagon w osoczu w sposób zależny od dawki.Doniesiono, że hormony tarczycy indukują ekspresję FGF21 w wątrobie.Podobnie jak glukagon, stężenia FGF21 w osoczu również wzrastały wraz ze stężeniami T3 w osoczu (Uzupełniająca Fig. 5b i ref. 48), ale w porównaniu z glukagonem, na stężenia FGF21 w osoczu w naszym badaniu nie wpływała temperatura.Przyczyny leżące u podstaw tej rozbieżności wymagają dalszych badań, ale indukcja FGF21 sterowana przez T3 powinna wystąpić przy wyższych poziomach ekspozycji na T3 w porównaniu z obserwowaną odpowiedzią glukagonu sterowaną T3 (Uzupełniająca Ryc. 5b).
Wykazano, że HFD jest silnie związana z upośledzoną tolerancją glukozy i opornością na insulinę (markery) u myszy hodowanych w temperaturze 22°C.Jednak HFD nie wiązała się ani z upośledzoną tolerancją glukozy, ani z opornością na insulinę, gdy hodowano w środowisku termoneutralnym (zdefiniowanym tutaj jako 28°C) 19 .W naszym badaniu ta zależność nie została powtórzona u myszy DIO, ale myszy o normalnej wadze utrzymywane w temperaturze 30°C znacznie poprawiły tolerancję glukozy.Przyczyna tej różnicy wymaga dalszych badań, ale może mieć na nią wpływ fakt, że myszy DIO w naszym badaniu były oporne na insulinę, ze stężeniami peptydu C w osoczu na czczo i stężeniami insuliny 12-20 razy wyższymi niż myszy o normalnej wadze.i we krwi na czczo.stężenia glukozy około 10 mM (około 6 mM przy prawidłowej masie ciała), co wydaje się pozostawiać niewielkie okienko dla wszelkich potencjalnych korzystnych skutków ekspozycji na warunki termoneutralne w celu poprawy tolerancji glukozy.Możliwym czynnikiem mylącym jest to, że ze względów praktycznych OGTT przeprowadza się w temperaturze pokojowej.Tak więc myszy trzymane w wyższych temperaturach doświadczyły łagodnego szoku zimna, który może wpływać na wchłanianie/klirens glukozy.Jednak na podstawie podobnych stężeń glukozy we krwi na czczo w różnych grupach temperaturowych zmiany temperatury otoczenia mogły nie mieć istotnego wpływu na wyniki.
Jak wspomniano wcześniej, ostatnio podkreślono, że podwyższenie temperatury pokojowej może osłabić niektóre reakcje na stres związany z zimnem, co może podważyć możliwość przenoszenia danych z myszy na ludzi.Jednak nie jest jasne, jaka jest optymalna temperatura do trzymania myszy, aby naśladować ludzką fizjologię.Na odpowiedź na to pytanie może mieć również wpływ dziedzina badań i badany punkt końcowy.Przykładem tego jest wpływ diety na gromadzenie się tłuszczu w wątrobie, tolerancję glukozy i insulinooporność19.Jeśli chodzi o wydatek energetyczny, niektórzy badacze uważają, że temperatura neutralna termicznie jest optymalną temperaturą do odchowu, ponieważ ludzie potrzebują niewiele dodatkowej energii, aby utrzymać temperaturę ciała, i określają temperaturę jednego okrążenia dla dorosłych myszy na 30°C7,10.Inni badacze uważają, że temperatura porównywalna z temperaturą, której zwykle doświadczają ludzie z dorosłymi myszami na jednym kolanie, wynosi 23-25°C, ponieważ stwierdzili, że neutralność termiczna wynosi 26-28°C, a u ludzi jest niższa o około 3°C.ich dolna temperatura krytyczna, określona tutaj jako 23°C, wynosi nieco 8,12.Nasze badanie jest spójne z kilkoma innymi badaniami, które stwierdzają, że neutralność termiczna nie jest osiągana w temperaturze 26-28°C4, 7, 10, 11, 24, 25, co wskazuje, że temperatura 23-25°C jest zbyt niska.Innym ważnym czynnikiem, który należy wziąć pod uwagę w odniesieniu do temperatury pokojowej i neutralności termicznej u myszy, jest trzymanie pojedyncze lub grupowe.Kiedy myszy były trzymane w grupach, a nie pojedynczo, jak w naszym badaniu, wrażliwość na temperaturę była zmniejszona, prawdopodobnie z powodu stłoczenia zwierząt.Jednak temperatura pokojowa była nadal poniżej LTL wynoszącej 25, gdy zastosowano trzy grupy.Być może najważniejszą różnicą międzygatunkową pod tym względem jest ilościowe znaczenie działania BAT jako obrony przed hipotermią.Tak więc, podczas gdy myszy w dużej mierze kompensowały swoją większą utratę kalorii poprzez zwiększenie aktywności BAT, która wynosi ponad 60% EE w samej temperaturze 5°C, 51,52 wkład ludzkiej aktywności BAT w EE był znacznie wyższy, znacznie mniejszy.Dlatego ograniczenie aktywności BAT może być ważnym sposobem na zwiększenie translacji wykonywanej przez człowieka.Regulacja aktywności BAT jest złożona, ale często pośredniczy w niej połączony efekt stymulacji adrenergicznej, hormonów tarczycy i ekspresji UCP114,54,55,56,57.Nasze dane wskazują, że aby wykryć różnice w ekspresji genów BAT odpowiedzialnych za funkcję/aktywację, należy podnieść temperaturę powyżej 27,5°C w porównaniu z myszami w temperaturze 22°C.Jednak różnice stwierdzone między grupami w 30 i 22°C nie zawsze wskazywały na wzrost aktywności BAT w grupie 22°C, ponieważ Ucp1, Adrb2 i Vegf-a były obniżone w grupie 22°C.Główna przyczyna tych nieoczekiwanych wyników pozostaje do ustalenia.Jedną z możliwości jest to, że ich zwiększona ekspresja może nie odzwierciedlać sygnału podwyższonej temperatury pokojowej, ale raczej ostry efekt przeniesienia ich z 30°C do 22°C w dniu usunięcia (myszy doświadczyły tego 5-10 minut przed startem) .).
Ogólnym ograniczeniem naszego badania jest to, że badaliśmy tylko samce myszy.Inne badania sugerują, że płeć może być ważnym czynnikiem w naszych podstawowych wskazaniach, ponieważ samice myszy z jednym kolanem są bardziej wrażliwe na temperaturę ze względu na wyższą przewodność cieplną i utrzymywanie ściślej kontrolowanej temperatury wewnętrznej.Ponadto samice myszy (na HFD) wykazywały większy związek spożycia energii z EE w temperaturze 30°C w porównaniu z samcami myszy, które spożywały więcej myszy tej samej płci (w tym przypadku 20°C) 20 .Tak więc u samic myszy efekt zawartości subtermonetralnej jest wyższy, ale ma taki sam wzór jak u samców myszy.W naszym badaniu skupiliśmy się na samcach myszy z jednym kolanem, ponieważ są to warunki, w których przeprowadza się większość badań metabolicznych dotyczących EE.Innym ograniczeniem naszego badania było to, że myszy były na tej samej diecie przez cały czas badania, co wykluczało badanie znaczenia temperatury pokojowej dla elastyczności metabolicznej (mierzonej zmianami RER dla zmian w diecie w różnych składach makroskładników odżywczych).u samic i samców myszy trzymanych w temperaturze 20°C w porównaniu z odpowiednimi myszami trzymanymi w temperaturze 30°C.
Podsumowując, nasze badanie pokazuje, że podobnie jak w innych badaniach, myszy o normalnej masie okrążenia 1 są neutralne termicznie powyżej przewidywanych 27,5°C.Ponadto nasze badanie pokazuje, że otyłość nie jest głównym czynnikiem izolującym u myszy o normalnej wadze lub DIO, co skutkuje podobnymi stosunkami temperatura:EE u myszy DIO i myszy o normalnej wadze.Podczas gdy spożycie pokarmu przez myszy o normalnej wadze było zgodne z EE, a tym samym utrzymywało stabilną masę ciała w całym zakresie temperatur, spożycie pokarmu przez myszy DIO było takie samo w różnych temperaturach, co skutkowało wyższym odsetkiem myszy w temperaturze 30°C. .w temperaturze 22°C przybrały na wadze więcej.Ogólnie rzecz biorąc, systematyczne badania badające potencjalne znaczenie życia poniżej temperatur neutralnych termicznie są uzasadnione ze względu na często obserwowaną słabą tolerancję między badaniami na myszach i ludziach.Na przykład w badaniach nad otyłością częściowe wyjaśnienie ogólnie gorszej przekładalności może wynikać z faktu, że badania utraty wagi na myszach są zwykle przeprowadzane na zwierzętach umiarkowanie zestresowanych zimnem trzymanych w temperaturze pokojowej ze względu na ich zwiększoną EE.Nadmierna utrata masy ciała w stosunku do oczekiwanej masy ciała osoby, zwłaszcza jeśli mechanizm działania polega na zwiększeniu EE poprzez zwiększenie aktywności BAP, który jest bardziej aktywny i aktywowany w temperaturze pokojowej niż w temperaturze 30°C.
Zgodnie z duńską ustawą o eksperymentach na zwierzętach (1987) i Narodowym Instytutem Zdrowia (publikacja nr 85-23) oraz Europejską konwencją o ochronie kręgowców wykorzystywanych do celów doświadczalnych i innych celów naukowych (Rada Europy nr 123, Strasburg , 1985).
Dwudziestotygodniowe samce myszy C57BL/6J otrzymano z Janvier Saint Berthevin Cedex we Francji i podano im standardową karmę ad libitum (Altromin 1324) i wodę (~22°C) po 12:12 godzinnym cyklu światło:ciemność.temperatura pokojowa.Samce myszy DIO (20 tygodni) otrzymano od tego samego dostawcy i zapewniono im swobodny dostęp do 45% diety wysokotłuszczowej (nr kat. D12451, Research Diet Inc., NJ, USA) i wody w warunkach hodowlanych.Myszy zaadaptowano do środowiska na tydzień przed rozpoczęciem badania.Dwa dni przed przeniesieniem do systemu kalorymetrii pośredniej myszy ważono, poddawano skanowaniu MRI (EchoMRITM, TX, USA) i podzielono na cztery grupy odpowiadające masie ciała, zawartości tłuszczu i prawidłowej masie ciała.
Graficzny schemat projektu badania pokazano na rycinie 8. Myszy przeniesiono do zamkniętego i kontrolowanego temperaturowo systemu kalorymetrii pośredniej w Sable Systems Internationals (Nevada, USA), który obejmował monitory jakości żywności i wody oraz ramkę Promethion BZ1, która rejestrowała poziomy aktywności poprzez pomiar pęknięć wiązki.XYZ.Myszy (n = 8) trzymano pojedynczo w 22, 25, 27,5 lub 30°C przy użyciu ściółki, ale bez schronienia i materiału do gniazdowania w cyklu światło: ciemność 12:12 (światło: 06:00–18:00) .2500 ml/min.Myszy aklimatyzowano przez 7 dni przed rejestracją.Nagrania zbierano cztery dni z rzędu.Następnie myszy trzymano w odpowiednich temperaturach 25, 27,5 i 30°C przez dodatkowe 12 dni, po czym dodano koncentraty komórkowe, jak opisano poniżej.W międzyczasie grupy myszy trzymane w temperaturze 22°C trzymano w tej temperaturze przez kolejne dwa dni (w celu zebrania nowych danych wyjściowych), a następnie temperaturę zwiększano w krokach co 2°C co drugi dzień na początku fazy światła ( 06:00) do osiągnięcia 30°C Następnie temperaturę obniżono do 22°C i zbierano dane przez kolejne dwa dni.Po dwóch dodatkowych dniach rejestracji w 22°C skórki dodano do wszystkich komórek we wszystkich temperaturach, a zbieranie danych rozpoczęto drugiego dnia (dzień 17) i przez trzy dni.Następnie (dzień 20) do wszystkich komórek dodano materiał gniazdowy (8-10 g) na początku cyklu świetlnego (06:00) i zbierano dane przez kolejne trzy dni.Tak więc pod koniec badania myszy trzymane w temperaturze 22°C trzymano w tej temperaturze przez 21/33 dni i w temperaturze 22°C przez ostatnie 8 dni, podczas gdy myszy w innych temperaturach trzymano w tej temperaturze przez 33 dni./33 dni.Myszy karmiono podczas okresu badania.
Myszy o normalnej wadze i myszy DIO postępowały zgodnie z tymi samymi procedurami badawczymi.W dniu -9 myszy ważono, skanowano MRI i podzielono na grupy porównywalne pod względem masy ciała i składu ciała.W dniu -7 myszy przeniesiono do zamkniętego systemu kalorymetrii pośredniej z kontrolowaną temperaturą, wyprodukowanego przez SABLE Systems International (Nevada, USA).Myszy trzymano pojedynczo ze ściółką, ale bez materiałów do gniazdowania lub schronienia.Temperatura jest ustawiona na 22, 25, 27,5 lub 30°C.Po jednym tygodniu aklimatyzacji (dni -7 do 0, zwierzęta nie były płoszone) zbierano dane przez cztery kolejne dni (dni 0-4, dane pokazane na fig. 1, 2, 5).Następnie myszy trzymano w 25, 27,5 i 30°C w stałych warunkach do 17 dnia.Jednocześnie temperaturę w grupie 22°C zwiększano w odstępach co 2°C co drugi dzień, dostosowując cykl temperaturowy (06:00 h) na początku ekspozycji na światło (dane przedstawiono na ryc. 1) .W dniu 15 temperatura spadła do 22°C i zebrano dane z dwóch dni, aby zapewnić dane wyjściowe dla kolejnych zabiegów.Skóry dodano wszystkim myszom w dniu 17, a materiał do gniazdowania dodano w dniu 20 (ryc. 5).23 dnia myszy zważono i poddano skanowaniu MRI, a następnie pozostawiono same na 24 godziny.W dniu 24 myszy głodzono od początku fotoperiodu (06:00) i otrzymywano OGTT (2 g/kg) o godzinie 12:00 (6-7 godzin postu).Następnie myszy przywrócono do ich odpowiednich warunków SABLE i uśmiercono drugiego dnia (dzień 25).
Myszy DIO (n = 8) postępowały zgodnie z tym samym protokołem, co myszy o normalnej wadze (jak opisano powyżej i na Figurze 8).Myszy utrzymywały 45% HFD podczas całego eksperymentu wydatku energetycznego.
VO2 i VCO2 oraz ciśnienie pary wodnej rejestrowano z częstotliwością 1 Hz przy stałej czasowej celi 2,5 min.Spożycie pokarmu i wody zbierano przez ciągłe rejestrowanie (1 Hz) masy wiader z pokarmem i wodą.Stosowany monitor jakości wykazał rozdzielczość 0,002 g.Poziomy aktywności rejestrowano za pomocą monitora z układem wiązek 3D XYZ, dane zbierano z wewnętrzną rozdzielczością 240 Hz i zgłaszano co sekundę w celu ilościowego określenia całkowitej przebytej odległości (m) z efektywną rozdzielczością przestrzenną 0,25 cm.Dane przetwarzano za pomocą Sable Systems Macro Interpreter v.2.41, obliczając EE i RER oraz odfiltrowując wartości odstające (np. fałszywe zdarzenia dotyczące posiłków).Interpreter makr jest skonfigurowany do wysyłania danych dla wszystkich parametrów co pięć minut.
Oprócz regulacji EE, temperatura otoczenia może również regulować inne aspekty metabolizmu, w tym poposiłkowy metabolizm glukozy, regulując wydzielanie hormonów metabolizujących glukozę.Aby przetestować tę hipotezę, ostatecznie zakończyliśmy badanie temperatury ciała, prowokując myszy o normalnej wadze doustnym obciążeniem glukozą DIO (2 g / kg).Metody zostały szczegółowo opisane w materiałach dodatkowych.
Pod koniec badania (dzień 25) myszy głodzono przez 2-3 godziny (zaczynając od 06:00), znieczulano izofluranem i całkowicie skrwawiano przez nakłucie żyły zaoczodołowej.Oznaczenie ilościowe lipidów w osoczu i hormonów oraz lipidów w wątrobie opisano w materiałach uzupełniających.
Aby zbadać, czy temperatura otoczki powoduje wewnętrzne zmiany w tkance tłuszczowej wpływające na lipolizę, tkankę tłuszczową pachwinową i najądrza wycięto bezpośrednio od myszy po ostatnim etapie krwawienia.Tkanki przetwarzano przy użyciu nowo opracowanego testu lipolizy ex vivo opisanego w metodach uzupełniających.
Brązową tkankę tłuszczową (BAT) pobrano w dniu zakończenia badania i przetworzono zgodnie z opisem w metodach uzupełniających.
Dane przedstawiono jako średnią ± SEM.Wykresy utworzono w GraphPad Prism 9 (La Jolla, CA), a grafikę edytowano w Adobe Illustrator (Adobe Systems Incorporated, San Jose, CA).Istotność statystyczną oceniano w GraphPad Prism i testowano za pomocą sparowanego testu t, jednokierunkowej/dwukierunkowej ANOVA z powtarzanymi pomiarami, po której następował test wielokrotnych porównań Tukeya lub niesparowanej jednokierunkowej ANOVA, a następnie w razie potrzeby test wielokrotnych porównań Tukeya.Rozkład Gaussa danych został zweryfikowany przez test normalności D'Agostino-Pearsona przed badaniem.Wielkość próby jest wskazana w odpowiedniej sekcji sekcji „Wyniki”, a także w legendzie.Powtórzenie definiuje się jako dowolny pomiar wykonany na tym samym zwierzęciu (in vivo lub na próbce tkanki).Jeśli chodzi o powtarzalność danych, związek między wydatkiem energetycznym a temperaturą przypadku wykazano w czterech niezależnych badaniach z wykorzystaniem różnych myszy o podobnym projekcie badawczym.
Szczegółowe protokoły eksperymentalne, materiały i surowe dane są dostępne na uzasadnione żądanie głównego autora Rune E. Kuhre.To badanie nie wygenerowało nowych unikalnych odczynników, transgenicznych linii zwierzęcych/komórkowych ani danych dotyczących sekwencjonowania.
Więcej informacji na temat projektowania badań można znaleźć w streszczeniu Raportu z badania przyrody, do którego link znajduje się w tym artykule.
Wszystkie dane tworzą wykres.1-7 zostały zdeponowane w repozytorium bazy danych Science, numer dostępu: 1253.11.sciencedb.02284 lub https://doi.org/10.57760/sciencedb.02284.Dane przedstawione w ESM mogą zostać przesłane do Rune E Kuhre po przeprowadzeniu odpowiednich testów.
Nilsson, C., Raun, K., Yan, FF, Larsen, MO i Tang-Christensen, M. Zwierzęta laboratoryjne jako zastępcze modele ludzkiej otyłości. Nilsson, C., Raun, K., Yan, FF, Larsen, MO i Tang-Christensen, M. Zwierzęta laboratoryjne jako zastępcze modele ludzkiej otyłości.Nilsson K, Raun K, Yang FF, Larsen MO.i Tang-Christensen M. Zwierzęta laboratoryjne jako zastępcze modele ludzkiej otyłości. Nilsson, C., Raun, K., Yan, FF, Larsen, MO & Tang-Christensen, M. Nilsson, C., Raun, K., Yan, FF, Larsen, MO i Tang-Christensen, M. Zwierzęta doświadczalne jako model zastępczy dla ludzi.Nilsson K, Raun K, Yang FF, Larsen MO.i Tang-Christensen M. Zwierzęta laboratoryjne jako zastępcze modele otyłości u ludzi.Acta Pharmacology.przestępstwo 33, 173–181 (2012).
Gilpin, DA Obliczenie nowej stałej Mie i eksperymentalne określenie wielkości oparzenia.Oparzenia 22, 607–611 (1996).
Gordon, SJ System termoregulacji myszy: jego implikacje dla przekazywania danych biomedycznych ludziom.fizjologia.Zachowanie.179, 55-66 (2017).
Fischer, AW, Csikasz, RI, von Essen, G., Cannon, B. & Nedergaard, J. Brak efektu izolującego otyłości. Fischer, AW, Csikasz, RI, von Essen, G., Cannon, B. & Nedergaard, J. Brak efektu izolującego otyłości.Fischer AW, Chikash RI, von Essen G., Cannon B. i Nedergaard J. Brak efektu izolacji otyłości. Fischer, AW, Csikasz, RI, von Essen, G., Cannon, B. & Nedergaard, J. Fischer, AW, Csikasz, RI, von Essen, G., Cannon, B. & Nedergaard, J. Fischer, AW, Csikasz, RI, von Essen, G., Cannon, B. & Nedergaard, J. Fischer, AW, Csikasz, RI, von Essen, G., Cannon, B. & Nedergaard, J. Otyłość nie ma efektu izolującego.Tak.J. Fizjologia.dokrewny.metabolizm.311, E202–E213 (2016).
Lee, P. i in.Dostosowana do temperatury brązowa tkanka tłuszczowa moduluje wrażliwość na insulinę.Cukrzyca 63, 3686–3698 (2014).
Nakhon, KJ i in.Niższa temperatura krytyczna i termogeneza indukowana zimnem były odwrotnie proporcjonalne do masy ciała i podstawowej przemiany materii u osób szczupłych iz nadwagą.J. Serdecznie.biologia.69, 238–248 (2017).
Fischer, AW, Cannon, B. & Nedergaard, J. Optymalne temperatury w pomieszczeniach dla myszy, aby naśladować środowisko termiczne ludzi: badanie eksperymentalne. Fischer, AW, Cannon, B. & Nedergaard, J. Optymalne temperatury w pomieszczeniach dla myszy, aby naśladować środowisko termiczne ludzi: badanie eksperymentalne.Fischer, AW, Cannon, B. i Nedergaard, J. Optymalne temperatury w domu dla myszy do naśladowania ludzkiego środowiska termicznego: badanie eksperymentalne. Fischer, AW, Cannon, B. & Nedergaard, J. Fischer, AW, Cannon, B. & Nedergaard, J.Fisher AW, Cannon B. i Nedergaard J. Optymalna temperatura pomieszczenia dla myszy symulująca ludzkie środowisko termiczne: badanie eksperymentalne.Moore'a.metabolizm.7, 161–170 (2018).
Keijer, J., Li, M. i Speakman, JR Jaka jest najlepsza temperatura w pomieszczeniu do przełożenia eksperymentów na myszach na ludzi? Keijer, J., Li, M. i Speakman, JR Jaka jest najlepsza temperatura w pomieszczeniu do przełożenia eksperymentów na myszach na ludzi?Keyer J, Lee M i Speakman JR Jaka jest najlepsza temperatura pokojowa do przenoszenia eksperymentów na myszach na ludzi? Keijer, J., Li, M. & Speakman, JR Keijer, J., Li, M. & Speakman, JRKeyer J, Lee M i Speakman JR Jaka jest optymalna temperatura skorupy do przenoszenia eksperymentów na myszach na ludzi?Moore'a.metabolizm.25, 168–176 (2019).
Seeley, RJ & MacDougald, OA Myszy jako eksperymentalne modele fizjologii człowieka: kiedy kilka stopni w temperaturze w pomieszczeniu ma znaczenie. Seeley, RJ & MacDougald, OA Myszy jako eksperymentalne modele fizjologii człowieka: kiedy kilka stopni w temperaturze w pomieszczeniu ma znaczenie. Seeley, RJ & MacDougald, OA Seeley, RJ & MacDougald, OA Myszy jako eksperymentalne modele fizjologii człowieka: kiedy kilka stopni w mieszkaniu robi różnicę. Seeley, RJ & MacDougald, OA Seeley, RJ & MacDougald, OA Ышыши seeley, rj & macdougald, oa кк экkunfiриментальная модель физиологии человека danki ннniej. Myszy Seeley, RJ & MacDougald, OA jako eksperymentalny model ludzkiej fizjologii: kiedy kilka stopni temperatury pokojowej ma znaczenie.Narodowy metabolizm.3, 443–445 (2021).
Fischer, AW, Cannon, B. & Nedergaard, J. Odpowiedź na pytanie „Jaka jest najlepsza temperatura w pomieszczeniu do przełożenia eksperymentów na myszach na ludzi?” Fischer, AW, Cannon, B. & Nedergaard, J. Odpowiedź na pytanie „Jaka jest najlepsza temperatura w pomieszczeniu do przełożenia eksperymentów na myszach na ludzi?” Fischer, AW, Cannon, B. & Nedergaard, J. Odpowiedź na pytanie „Jaka jest najlepsza temperatura pokojowa do przenoszenia eksperymentów na myszach na ludzi?” Fischer, AW, Cannon, B. & Nedergaard, J. Fischer, AW, Cannon, B. & Nedergaard, J.Fisher AW, Cannon B. i Nedergaard J. Odpowiedzi na pytanie „Jaka jest optymalna temperatura muszli do przenoszenia eksperymentów na myszach na ludzi?”Tak: termoneutralny.Moore'a.metabolizm.26, 1-3 (2019).
Czas postu: 28-10-2022